甲状腺(Glandula thyreoidea)是海洋脊椎动物体内重要的内分泌腺, 其分泌的甲状腺激素(THs)是调节机体生长发育的关键激素。THs包括三碘甲腺原氨酸(T3)和四碘甲腺原氨酸(T4, 甲状腺素)。两种THs由血液循环带到全身各个组织器官, 参与调控生长发育、新陈代谢和繁殖等重要的生理过程^[1-3]。

1 海洋脊椎动物甲状腺起源及进化的形态结构特征

在无脊椎动物体内没有独立的甲状腺及甲状腺组织, 从头索动物文昌鱼开始, 其咽底部出现内柱样结构, 酪氨酸在内柱细胞内发生碘化, 合成碘化甲状腺蛋白。脊索动物(圆口类:七鳃鳗等), 在幼体的咽下部出现了管状的原始甲状腺, 其外无包膜。而其成体中相应部位可见散在的滤泡群, 但没有形成独立的甲状腺结构。从海洋脊椎动物开始, 才有了独立的甲状腺^[4]。

鱼类甲状腺一般位于下颌部第一至第三对鳃弓的入鳃动脉和腹大动脉交叉处, 为单一的腺体区域, 外周无结缔组织被膜, 其滤泡的数目、大小随生长发育而增长^[5-6]。鲻鱼甲状腺滤泡上皮可分辨出扁平、中间和立方三种形态, 且在一个滤泡中可观察到处于静止状态的扁平细胞和分泌活跃的立方状细胞, 提示了滤泡上皮细胞合成与分泌活动的连续性。静止与活跃状态的滤泡上皮细胞在亚显微结构上也存在着显著差异:首先, 分泌活跃的立方形细胞的核膜高度凹陷, 致使核呈分叶状, 以扩大核膜表面积提供给核孔复合体足够的附着面积; 核周腔和核孔明显扩张, 因此提供了核内外物质运输的基本条件^[7]。其次, 粗面内质网和高尔基体极其发达; 线粒体数量和大小均明显增加, 基质电子密度高; 存在有大量的次级溶酶体表明立方型滤泡上皮细胞在蛋白质合成、能量代谢等生理活动较扁平滤泡上皮更旺盛^[5]。

海龟的甲状腺位于右颈动脉分叉处和颈动脉交界处的正上方, 腺体上覆盖着一层薄薄的结缔组织, 由许多滤泡组成, 滤泡之间有稀疏的结缔组织和毛细血管。许多滤泡为圆形或卵圆形, 滤泡上皮细胞为单层甲状腺细胞, 由于活动期不同, 有高圆柱状或立方状细胞。在胶质细胞和甲状腺细胞之间存在吞噬小泡。电镜观测发现, 当滤泡上皮细胞不活跃时, 细胞质内几乎没有细胞器, 线粒体和高尔基体较少或不明显。分泌颗粒集中在滤泡上皮细胞的游离端。高圆柱状甲状腺上皮细胞内有丰富的线粒体和发达的高尔基体。不同大小的分泌颗粒散在胞浆内, 提示甲状腺细胞处于活跃的代谢状态^[8]。海蛇的甲状腺为单个, 存在于气管末端的腹面, 圆形, 以薄的结缔组织膜包裹, 分泌功能活跃期滤泡上皮为单层细胞, 在蜇眠期出现双层或多层现象^[9]。

目前, 对海鸟甲状腺形态学研究报道甚少, 但鸟类的甲状腺存在一些共性。鸟类的甲状腺一般成对位于胸腔入口处的气管两侧, 与鱼和爬行动物不同, 鸟类甲状腺被膜已伸入其实质, 故在甲状腺浅表部分出现了区间的分割, 形成了若干不明显的小叶。鸟类在停产期甲状腺滤泡细胞表现为功能静止状态:滤泡圆形或者不规则形, 细胞扁平或低立方形, 滤泡腔较大, 含有大量嗜伊红胶质, 胶质周边空泡化结构少或无。核表面光滑, 异染色质多, 粗面内质网末端扩张不明显, 游离面微绒毛少或不明显, 基底面平滑胶质颗粒限于游离面。在产卵期甲状腺滤泡细胞功能活跃, 滤泡细胞呈立方形或高柱状, 胞质淡伊红色, 滤泡腔内胶质少或缺无, 周边形成较多空泡。粗面内质网在胞质中广泛分布, 其末端扩张成池, 滤泡细胞的游离面有大量微绒毛, 且可见伪足伸出吞噬胶质的现象。微绒毛下方具有较多的胶质颗粒。滤泡细胞基底有许多指状的质膜内褶, 溶酶体大量分布于胞质中。胞核形态不规则, 有较深的切迹, 核膜间隙明显扩张, 常染色质较多^[10-11]。另外, 一般认为甲状腺滤泡旁细胞只出现在哺乳动物的甲状腺内, 在鱼类、两栖类、爬行类和鸟类则由后鳃体行使其功能, 甲状腺中没有滤泡旁细胞的存在^[12], 但在一些鸟类^[13-14]的甲状腺中发现了少量的滤泡旁细胞, 说明这些鸟类在发育过程中有部分咽囊腹侧细胞迁移进入了甲状腺, 并进一步分化成了甲状腺滤泡旁细胞。这种现象与动物种类、个体发育过程中特定的生理状态均有关系, 不过是否在这些物种中普遍存在还有待与进一步研究。

哺乳动物的甲状腺具有由致密结缔组织构成的被膜, 并以不同程度伸入腺体实质内, 将其分割成明显或不明显的小叶。江豚甲状腺腺体实质由大小不等的滤泡构成, 小滤泡上皮大多为立方或矮柱状, 滤泡细胞游离面具有较多的微绒毛腺腔内胶质较少, 集中分布在腺体的中央区域, 大滤泡上皮细胞一般为矮立方或扁平状, 游离面微绒毛少或不明显, 主要分布于腺体的外周。显微结构表明小滤泡上皮细胞呈合成蛋白质活跃状态, 而大滤泡上皮细胞各结构均呈合成功能较低的特征。但随着个体年龄的增加, 大型滤泡数量有增多的趋势, 且明显边缘化分布^[15]。年长的哺乳动物, 在腺体边缘出现一些巨大滤泡, 滤泡细胞呈扁平状, 即Cerber提出的所谓的“冷滤泡”, 其在TSH超量刺激下仍不能碘化甲状腺球蛋白, 也就是近乎失去功能的滤泡结构^[16]。多数物种, 在腺体实质中均可见滤泡旁细胞及少量的肥大细胞。但由于滤泡旁细胞在腺体中是不均匀分布, 且与个体的年龄、生理状况以及生活环境等均有关系。因此, 有些物种没有观察到甲状腺滤泡旁细胞并不说明腺体中就绝对滤泡旁细胞^[17]。在观察水生哺乳动物江豚的甲状腺时发现, 虽然基本结构与其他哺乳动物相近, 但其滤泡旁细胞较多, 有些滤泡的大部分是由滤泡旁细胞构成, 这与江豚吞食大量的小鱼虾有关, 滤泡旁细胞分泌的降钙素在维持体内环境稳定中具有重要的作用^[15]。

2 海洋脊椎动物甲状腺功能

对THs主要功能的一般叙述是增进机体的新陈代谢, 促进机体生长发育, 影响其他器官活动^{[3, 18]}。但在不同海洋脊椎动物个体中也存在着明显的差异性。

鱼类甲状腺滤泡主要合成T4, 几乎不合成T3, 而且只受到血清T4水平的反馈调节。提示鱼类的甲状腺激素对基础代谢调节作用不明显。但其在卵中有很高的含量, 可显著提高鱼苗的存活率和促进幼鱼的变形; 对鱼类中枢神经系统机能和鱼类的行为有显著的影响。另外, THs还能诱导鱼类生长激素的分泌^[19-20]。Baggerman^[21]和Woodhead^[22]认为鱼类的洄游行为与甲状腺分泌的增强密切相关。邵炳绪^[23]在研究松江鲈鱼的繁殖机理时, 发现甲状腺的机能亢进是导致该鱼降河洄游的生理因素。

THs也对鱼类的水盐转运产生影响^[24]。THs参与毛细血管通透性的维持和促进细胞内液更新。甲状腺功能低下时, 组织间粘蛋白增加, 可结合大量正离子和水分子, 发生黏液性水肿。给予THs后黏蛋白被氧化并排出, 同时水、盐排出增加, 黏液性水肿消除。甲状腺激素还加速骨溶解, 使尿中钙、磷排出增多, 促进K⁺从细胞内释放和排出^[25]。目前, THs对鳃转运离子的作用机制尚不明确, 推测可能更多是通过皮质醇和/或生长激素和胰岛素样生长因子轴来发挥作用^[26-27]。早期研究表明, 鲑鱼在注射THs后, 其耐盐性提升^[28]; 大西洋鲑(S. salar)注射T4后, 鳃Na⁺/K⁺-ATPase活性增加和鳃泌氯细胞数量增多^[29]。

野外生存的涉禽鹤类存在“印记行为”^[30], 而日本学者发现鸟类的“印记行为”与其脑内的甲状腺激素有关^[31]。研究者让刚刚孵化的雏鸟观察玩具鸡行为, 并调查了在此过程中雏鸟大脑的状态。结果发现雏鸟看到玩具鸡时, 其体内血液中的T3大量进入大脑, 而如果投放药物遏制雏鸟脑内的神经细胞与T3结合, 雏鸟则不再出现印记行为。当过了雏鸟的印记行为临界期后, 如果向雏鸟脑内注射T3, 雏鸟也能够记住玩具鸡, 研究人员因此确认甲状腺激素对印记行为有着关键作用。

3 甲状腺的发育及甲状腺激素的合成分泌

分子遗传学证实, 甲状腺发育成熟, 要从甲状腺原基开始经过漫长的过程, 需要许多相关基因、转录因子的参与, 比如: Gata、FgF、Sox、Nodal、Bon、han、Hhex、TTF-1、TTF-2、Pax8、Foxel、Shh、Tbx、TG、TSHR、TPO、NIS、DUOX2等^{[32, 33]}。Elsalini等^[34]在对斑马鱼研究中提到, 推测甲状腺原基的形成, 与前肠定向分成熟有关的H蛋白, 如Gata、FGF、Sox家族成员Nodal有关, 甲状腺芽分化需要Nodal信号下游的两个转录因子Bon和Gata5, 有研究表明, 当二者缺失其中一个时, 在幼体中就检测不到分化后的甲状腺细胞。发育控制基因超家族一员的Paxs基因在甲状腺发育中起到非常重要的作用。Pax8基因表达后可激活甲状腺球蛋白基因(Tg)和甲状腺过氧化酶基因(TPO)的表达。Pax8基因失活, 甲状腺中仅有产生降钙素的C细胞, 而滤泡细胞几乎没有发现, 由此可以判断Pax8基因对甲状腺滤泡细胞的形成和分化是必须的^[35]。Shh基因属于Hedgehog基因家族, Hedgehog是编码一系列分泌蛋白的基因家族。Shh基因位于甲状腺周围, 在被剥夺Shh基因后, 发育中的甲状腺会失去正常的血管结构, 向横向发展, 呈现为简单的中线组织^[36]。TSHR(TSH受体基因)是糖蛋白激素受体家族成员^[37], 编码在甲状腺滤泡细胞底外侧膜上, 对正常甲状腺形态发育、分化起着重要作用^[38]。

甲状腺激素的合成与分泌受下丘脑-垂体-甲状腺轴调控。下丘脑室旁核(PVN)促垂体区的促甲状腺激素释放激素(TRH)神经元分泌TRH。TRH通过正中隆起分泌到达垂体, 刺激促甲状腺激素(TSH)的合成和释放^[39]。在TSH的作用下, 甲状腺滤泡上皮细胞合成THs。

碘是合成甲状腺激素的重要物质, 甲状腺摄碘功能正常与否直接影响着甲状腺的结构和功能^[40]。正常情况下, 甲状腺滤泡细胞凭借其基底膜上的钠碘转运蛋白(NIS)可将近五分之一血循环中的无机碘逆浓度梯度储存在胞质中(甲状腺滤泡上皮摄取碘是一个主动转运过程, 其动力来源于滤泡上皮细胞膜上的Na⁺/K⁺-ATP酶^[41]), 经氧化酶(NADPH氧化酶, 核心亚基是DUOX, DUOX在双氧化酶激活因子2 (DUOXA2)辅佐下嵌入细胞膜上, 发挥生物效应, 有助于重组过氧化氢产生系统)作用转变成活性碘, 再与滤泡上皮细胞合成并分泌到滤泡腔中的甲状腺球蛋白(TG)结合成为碘化甲状腺球蛋白, 并以胶质样物质贮存于滤泡腔内^[42]。在腺垂体分泌的促甲状腺激素(TSH)作用下, 碘化甲状腺球蛋白被滤泡上皮细胞以吞饮的方式摄入, 在细胞内形成胶质小泡, 并与溶酶体融合, 溶酶体蛋白水解酶作用下, 甲状腺球蛋白上的酪氨酸残基释放, 且与活性碘结合, 形成一碘酪氨酸(MIT)和二碘酪氨酸(DIT)。在甲状腺过氧化物酶(TPO)的作用下, 使两者随机偶联产生T4和T3^{[32, 43]}。T4、T3均具有分子小及抗脱碘酶的特性, 可通过毛细血管内皮进入血液循环。大部分T4与血浆中的甲状腺激素转运蛋白结合后运输, 在外周组织细胞中转化为T3(也称为反T3, rT3)。T3释放入血后, 因其与血浆蛋白亲和力较小, 故多以游离型存在。一般认为甲状腺激素的作用是通过T3与特异性核受体结合后发挥对相关基因转录活性的调节^[39]。而血浆中大量与转运蛋白结合的T4作为T3的后备库的形式存在, 即T4为甲状腺激素的转运形式, 而T3为甲状腺激素的功能形式^[44]。

值得一提的是, 鱼类甲状腺与哺乳动物不同, 几乎不合成T3。鱼类甲状腺的活动受到脑-垂体-甲状腺轴的调节, 鱼脑主要通过神经调节促使垂体分泌促甲状腺激素(TSH), TSH作用于甲状腺促使其合成和分泌甲状腺激素, 鱼类血清T4水平对TSH的释放具有反馈作用。T4进入血液后, 与血清内的运载蛋白相结合, 游离的T4(FT4)将进入组织细胞^[6]。

4 甲状腺激素运输:甲状腺激素转运蛋白

甲状腺转运蛋白主要有甲状腺激素结合球蛋白(TBG)、转甲状腺激素蛋白(甲状腺激素结合前白蛋白, TTR)和白蛋白(albumin)三种。在哺乳动物体内主要是TBG, 其与T4具有高亲和力、低容量的特点。TGB在肝脏中合成, 分子量为60 kDa, 由415个氨基酸残基构成的四个亚基的酸性糖蛋白。TBG的结合力与性别和空腹与否存在着明确的关系, 推测这样的差异可能与个体发育阶段的特征有关, 而非循环中性激素的影响^[45]。

TTR大部分由肝脏合成, 基本作用于血管系统。TTR也是唯一由大脑合成的甲状腺激素结合蛋白。大脑中的TTR由脉络膜丛内皮细胞合成并直接分泌到脑脊液中, 与T4结合后将其运送到各脑室, 为整个大脑组织提供T4, 并在脑组织中脱碘转化为T3。由此可见, 脉络膜丛合成和分泌的TTR调节着脑中T4水平^[46]。

血浆中的白蛋白能与甲状腺激素可逆地结合形成易溶性的复合物, 成为甲状腺激素在血液循环中的一种运输形式。白蛋白属于非专一性的运输蛋白, 它还可以与体内许多难溶性的小分子有机物和无机离子进行结合, 由此可见白蛋白在生理上的重要性^[44]。

资料显示真兽类、二门齿有袋类和鸟类都是利用TTR来转运T4的, 而鱼、两栖类、爬行类和多门齿有袋类动物中并未找到与TTR相关的T4转运机制。鱼类中主要是TTR和白蛋白, TTR与T3结合^[19]。有意思的是海龟可以利用一种与维生素D结合蛋白同源的高亲和力蛋白进行T4的运送^[47]。

5 甲状腺激素信号转导:甲状腺激素受体

甲状腺激素作为信号分子, 需要与细胞内的甲状腺激素受体(TRs)结合后, 才能实现信号的转导^[48]。由于1986年研究人员发现Verb-A原癌基因产物具有与T3高亲和力结合的现象才得以深入研究, 之后确认其属于类固醇核受体超家族的一员, 在结构上具有能识别特异DNA序列的激素反应元件(hormone responsive element, HRE), 且属于受体激活型转录因子^[49], TRs从氨基端到羧基端可划分为A—F有6个区域, 共有3个重要功能区:第一功能区是A、B两区中参与转录激活作用的AF1区; 第二功能区位于C区中, 其中有由9个保守的富含胱氨酸的区域形成两个锌指结构, 分别含有P盒和D盒, 它们决定着与TR结合的DNA序列的特异性和决定着受体二聚体的形成。在第二锌指结构的羧基侧有一延伸区(CTE), 其参与DNA的相互作用及受体与其他蛋白质的相互作用。E区是第三功能区, 是含多个α螺旋结构的保守区段, 其中疏水氨基酸残基组成配体结合袋, 在TR与配体结合时, 羧基端的螺旋12立即就由开放式结构转变成闭合式结构, 将配体封闭在结合袋内, 即所谓的“鼠夹”机制。另外, E区还具有配体依赖性的转录激活功能区域, 称为AF2区。TRs必备的核定位序列位于D区, 且此区具有很强的绕性, 使受体得以弯曲、旋转而改变构象。F区的功能尚不清楚^[50]。

目前, 脊椎动物中除爬行类外均得到了甲状腺激素受体的基因TRα(c-erbAα)和TRβ(c-erbAβ), 由于基因的选择性剪切或转录起始位置的不同其产生了物种异型体, 其中具有与甲状腺激素结合能力的有: TRα-1、TRβ-1、TRβ-2^[51]。由于甲状腺激素在各器官组织中的作用有所差异, 故TRs的不同亚型在各种组织中的表达也显示出其具有特异性。TRα1、TRα2、TRβ1在哺乳动物所有组织均有表达。其中, 心脏以TRα1为主, 肝脏以TRβ1为主^[52-53], 而在脑内各种TR异型体均有表达, 其中TRα1的表达水平最高^[54]。THs在鱼类早期发育过程中发挥着至关重要的作用^[55]。研究证明, 在鱼类中甲状腺激素在调控鲆鲽类的变态过程中起主要作用, 但TRs对于变态的开始并不是必需的, 对于变态的完成却是必要的。此外, TR敲除对不同器官/组织的不同作用提示, TR在控制各器官变态的时间协调和进展方面具有组织特异性作用^[56]。

20世纪末到21世纪初, 研究人员发现了在线粒体内含有与核甲状腺素受体同源的线粒体甲状腺激素受体(mt-TR)P28和P43。P28存在于线粒体内膜上, 其只能在T3的介导下背输入线粒体, 可能作为T3受体参与了甲状腺激素对线粒体有氧呼吸的快激活作用。P43与P28在核内均未检出, P43均有与核受体TRa1相当的与T3的结合能力, 且在线粒体内存在有两种P43的辅助蛋白, 与P43分别形成以二聚体最为P43发挥作用的主要方式。P43主要参与甲状腺激素对线粒体基因转录的激活及线粒体的生成, 通过激活细胞色素C氧化酶活性及相应蛋白的合成促进呼吸作用, 另外还可能参与机体产热和细胞分化的调节^[57]。

6 鱼类甲状腺在环境监测及动物保护方面的应用

早在1962年就有学着提出了环境内分泌干扰物(environmental endocrine disruptors, EEDs)的概念, 是指那些有潜在的干扰内分泌系统功能的化学物质, 其干扰生物体内分泌激素的正常产生、释放、转运、代谢、结合、活化或灭活, 被美国环保局列为六大环境研究最优先项目之一^[58-61]。由于甲状腺在海洋脊椎动物的生长发育等方面的重要功能, 对环境中隐含的甲状腺激素干扰物的鉴别、其对THs功能实现的影响以及对海洋脊椎动物种群数量稳定的影响等方面的研究就显得尤为迫切。

对于甲状腺干扰物的筛查和甲状腺干扰作用的评价, 多数研究都以啮齿动物鼠作为实验对象。但随着环境毒理学和生态毒理学研究的不断深入, 越来越多的实验将海洋脊椎动物, 尤其是鱼类作为关注的重点。海洋鱼类作为实验材料具有以下几大优点:其生长发育都在水体环境中进行, 且发育周期相对较短; 水体环境具有良好的可操控性; 有机体直接与外部水环境进行物质交换, 确保染毒物质能有效作用于实验动物; 鱼类生长发育时, 外部形态变化极其明显, 染毒效果易于观察。研究指出, 甲状腺激素干扰物不仅可以干扰鱼类THs的生成、THs代谢酶类的诱导、甲状腺调节基因的表达, 还可与甲状腺转运蛋白竞争性结合以及干扰下丘脑-脑垂体-甲状腺轴的反馈调节等途径来干扰TH的作用^[62]。

6.1 环境污染物对鱼类甲状腺激素合成与代谢酶活性的影响

如上文所述, THs的合成与代谢需要一系列关键酶的参与, 许多环境因素都能使这些酶的活性发生变化^[61], 导致甲状腺激素T4或T3水平的下降^[63-64]。

氰、亚乙基硫脲、福美锌、亚乙基双硫代氨基甲酸锌和二硫代氨基甲酸酯类物质能抑制甲状腺过氧化物酶(甲状腺激素合成的重要酶之一)活性, 甲状腺过氧化物酶活性受到抑制后, 无法催化酪氨酸和碘离子活化合成碘化酪氨酸^[65], 从而抑制THs合成^[66-67]。CdCl₂能够降低生物体内脱碘酶活性; PCB77则能使鱼类肝脏内T4外脱碘酶活性上升^[68-69]。溴化阻燃剂四溴双酚A和五溴酚可以使鱼肝脏中脱碘酶(Ds)活性上升, 催化体内THs的脱碘转化过程, 其活性升高可加速THs的降解^[70]。

高氯酸盐能抑制THs的合成^[71]。高氯酸铵(AP)属于强氧化剂, 在国防工业和民用领域都有着广泛的应用。但在生产过程中, AP总会通过不同风扩散、水源扩散等途径进入机体。AP抑制鱼体内THs合成的机制可能是, 抑制或干扰甲状腺特异性转录因子TTF-1及Foxel来抑制甲状腺球蛋白(Tg)及甲状腺过氧化物酶(TPO)基因的表达, 从而降低了Tg及TPo基因的mRNA及蛋白表达水平, 导致血清中FT4水平下降, 并引起TSH水平反馈性升高, 而TSH的升高对NISmRNA的表达有促进作用, 但是滤泡细胞的摄碘率却降低, 即甲状腺处于一种失代偿状态。同时, 由于AP有竞争性阻碍NIS对碘离子的转运, 抑制甲状腺对碘离子的吸收, 进一步降低了T4的产生, 最终干扰了甲状腺细胞正常合成与分泌, 引起甲状腺功能紊乱或损害^[72-73]。

多氯联苯(PCBs)被广泛用于电容器和变压器中以及油漆涂料的添加剂、染料、杀虫剂等。PCBs半衰期在人体和动物体内可长达1~10年。由于PCBs具有亲脂性, 在食物链中可逐级富集化。因此, 专家预测在今后几十年甚至更长时间内, PCBs所导致的环境污染将是人们面临的主要环境污染问题之一。海水环境残留的PCBs会通过食物链富集于金鲳鱼、秋刀鱼、三文鱼等重要海水经济鱼类体内^[74-75]。文献报道PCBs对甲状腺系统的干扰作用明显强于对雌激素系统的干扰作用, 几乎所有的PCBs混合物和同类物都可干扰甲状腺系统的自身稳态。关于PCBs制毒的机制, 一般认为PCBs能够诱导数种催化葡萄糖醛酸的轭合, 导致血清中FT3和FT4水平下降; PCBs可与胞浆中的芳香烃受体结合转运到细胞核, 干扰TG等蛋白质的合成与修饰^[76]。

6.2 环境污染物对鱼类甲状腺细胞调节基因影响

人的甲状腺细胞在一生中要分裂5~10次, 每次分裂后都有相当数量的细胞凋亡, 这样就维持了腺体大小的相对稳定。凋亡的发生都是受到基因的调控。在正常甲状腺滤泡细胞当中可以检测到Bcl-2蛋白, Bcl-2基因家族中的蛋白具有促凋亡或抗凋亡的作用^[77]。实验表明, Bcl-2可增强细胞对大多数DNA损伤因子的抵抗性, 抑制p53介导的凋亡, 抑制由多种细胞毒因素所引起的细胞死亡, 调节线粒体外膜通透性。双酚A等环境内分泌干扰物, 可使斑马鱼体内Bcl-2抗凋亡基因表达量下降, 促使甲状腺细胞提前凋亡。其影响机制在于双酚A通过变构在体内转化成具有活性的代谢产物双酚-O-苯醌, 再与DNA产生共价结合, 生成DNA复合物, 从而致使细胞凋亡^[78-79]。尽管目前还没有污染物影响海洋鱼类甲状腺细胞调节基因的报道, 但鲥鱼、金枪鱼等洄游鱼在洄游期间会伴随甲状腺滤泡的破裂以及新的甲状腺滤泡的形成^{[23, 80]}, 这些过程均要受到甲状腺细胞调节基因的控制, 因此, 可以推测, 污染物也可能对海洋鱼类甲状腺引起类似的影响。

6.3 环境污染物对鱼类甲状腺激素转运蛋白及甲状腺激素受体的影响

甲状腺激素干扰物主要通过竞争性结合产生抑制, 改变蛋白表达水平及改变蛋白构象来影响甲状腺激素转运蛋白及甲状腺激素受体的正常功能。四溴双酚A和五溴酚等内分泌干扰物与鱼类甲状腺激素转运蛋白有很强的结合能力^[70], 某些天然的或人工合成的化学物质能作为促进剂或拮抗剂与甲状腺激素受体结合, 双酚A作为拮抗剂可抑制T3与甲状腺激素受体结合, 从而抑制甲状腺激素受体介导的转录作用。实验表明一些环境污染物可以引起鱼类甲状腺激素受体mRNA表达水平的变化; 体外研究发现多氯联苯化合物能改变甲状腺激素受体的构象, 促进其水解代谢, 使激素与受体无法结合^{[44, 67]}。

6.4 环境污染物对鱼类甲状腺组织形态产生的影响

近年研究发现, 重金属、高氯酸盐、多卤代芳烃类等环境化合物可干扰鱼类甲状腺系统, 使鱼类的发育和行为产生异常。这些环境化合物可使甲状腺发生明显的组织学改变, 包括甲状腺组织滤泡扩张、胶体面积相对缩小, 滤泡细胞增殖、高度增加, 铜、铁、锌、镍等金属离子能抑制甲状腺对碘的浓缩, 并减少TSH的分泌^{[65, 81]}。

通过外源性物质刺激使促甲状腺激素(TSH)代偿性地增加, 可导致甲状腺滤泡细胞的增殖, 这些变化在组织学上表现为滤泡细胞数量的增加、滤泡面积的减小、滤泡中胶质的减少和变形等^[1]。组织学的变化可能较少地受到一些因素的干扰, 可能比血清中激素的浓度能更直观地评价甲状腺的功能^[82]。

三丁基锡(TBT)虽然在2003年已经被国际海事组织(IMO)全面禁止作为船体的防污漆成分使用, 但是有机锡化合物仍广泛用于杀菌剂和防腐剂, 仅我国内陆水域的TBT浓度就高达425 ng/L, 对水生生态系统造成了不可忽视的污染^[83-84]。虽然以前的研究集中在TBT作为雄激素干扰物方面, 王蕾^[85]的研究指出TBT有可能作为甲状腺的干扰物起作用。TBTCL能引起甲状腺滤泡胶质减少甚至空泡化, 2个月甲状腺滤泡变形率显著增加, 甲状腺相对面积和滤泡面积仅为正常组的35.3%和45.6%, 但滤泡数量没有明显减少, 也为发现滤泡细胞增生或肥大的现象。

Liu等^[86]研究发现高氯酸盐能引起鱼甲状腺滤泡上皮增厚、细胞增生和胶质减少。Van等^[87]发现丙硫氧嘧啶能导致幼鱼甲状腺滤泡上皮细胞增生和周围血管充血。董怡飞^[88]发现, 多氯联苯混合物Aroclor 1254暴露可导致甲状腺滤泡上皮细胞高度增加、增生和胶质缺损。环境污染物对鱼类甲状腺超微结构的损伤表现在:细胞膜损伤, 上皮细胞游离面微绒毛减少, 核固缩, 细胞器变形破裂等等。

利用海洋脊椎动物急性、慢性毒性效应实验来研究甲状腺机能, 能更好的反映环境污染物对生物个体、种群、群落和生态系统的不良生态学效应, 以及从分子、细胞、组织和器官等不同生命层次, 和生理代谢、发育、遗传、生殖等不同生命现象水平研究环境污染物的作用及其机制, 并揭示生物的适应机制。为环境毒理学和生态毒理学的研究、确定污染物质的毒性强度以及剂量-反应间的关系、环境当中甲状腺激素干扰物的筛选、海洋动物保护提供一点理论依据。

7 研究问题及展望

对哺乳动物的甲状腺研究多集中于医学方面, 为人类甲状腺疾病的发生原因的分析与治疗提供科学技术支持; 而近年来, 随着人类活动对水体环境及水生生态系统造成的威胁愈演愈烈, 对于海洋脊椎动物的甲状腺研究的意义则更多集中于环境毒理及对海洋动物保护方面。科研人员通过对鱼类等海洋脊椎动物进行慢性染毒实验或在水体中直接进行样本采集, 研究水体中污染物对甲状腺系统所产生的影响, 可对环境质量以及环境污染物的生态毒性评估做出应有的评价, 帮助政策决定者制定相应的改善、保护环境策略。

虽然目前对甲状腺的研究较为全面透彻, 但仍有很多问题等待我们去解决, 如:鱼类、爬行类甲状腺激素的检测方法尚不成熟; 鱼类早期发育阶段对THs的依赖性很高^[89], 但鱼类受THs响应的敏感时期和指标难以确定; 除鱼类外, 多数海洋脊椎动物甲状腺系统相关基础研究较缺乏; 甲状腺摄取碘的机制、甲状腺激素干扰的作用机制、外源物质对TR信号传导的影响机制等。希望我们能在加强实验室基础设施建设的前提下, 通过对海洋脊椎动物甲状腺的观察研究, 为海洋脊椎动物营造一个良好的栖息环境, 保护海洋脊椎动物赖以生存的环境, 维持生态系统物种多样性。