2022, Vol. 46
文章信息
- 蔡婷, 冯媛媛, 席茂年, 李敬鸿, 王建才, 郭佳. 2022.
- CAI Ting, FENG Yuan-yuan, XI Mao-nian, LI Jing-hong, WANG Jian-cai, GUO Jia. 2022.
- 天津近岸浮游植物群落对海洋酸化和硝酸盐加富的响应
- Response of Tianjin coastal phytoplankton community to ocean acidification and nitrate enrichment
- 海洋科学, 46(9): 85-97
- Marina Sciences, 46(9): 85-97.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20200820002
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文章历史
- 收稿日期：2020-08-20
- 修回日期：2020-11-13
2. 上海交通大学, 上海 200030
2. Shanghai Jiao Tong University, Shanghai 200030, China
自工业革命以来, 由于化石燃料燃烧产生CO2排放量的增加, 导致大气中CO2分压[p(CO2)]显著上升, 进而影响了海水碳酸盐体系, 使海水pH下降, 总溶解无机碳(DIC)和HCO3–浓度升高而CO32–浓度降低, 这种现象被称为海洋酸化[1]。迄今表层海水平均pH已下降了0.1[2], 据政府间气候变化委员会报告预测, 如排放速度保持不变, 到2100年表层海水平均pH将再降低0.3~0.4[3-4]。海洋酸化改变了海水的化学环境, 并对海洋生物、海洋生态系统及相关元素的生物地球化学循环产生深远影响。研究表明海洋酸化可影响海洋浮游植物的生长[5-6]并改变浮游植物种群组成[7]。一方面, 对缺乏有效碳浓缩机制的浮游植物物种, CO2浓度升高可促进其光合固碳作用[8]。另一方面, 一些浮游植物的生物矿化作用(如颗石藻的钙化作用)可随着海水酸化带来的CO32–浓度及pH降低而受到削弱[9-11]。对在近岸海洋环境中占优势的硅藻而言, 尽管其细胞普遍具有较高效的碳浓缩机制, 但CO2浓度升高可以降低硅藻细胞中生物硅的含量[12], 且不同粒径大小[13]、羽纹纲与中心纲硅藻物种[11]对CO2浓度变化的响应有明显的种间差异, 因此, 海水环境中碳酸盐化学的改变也将导致硅藻种群结构改变[14], 而浮游植物种群结构的改变[7]也将影响相关元素的生物地球化学循环。
此外, 随着经济加速发展, 受工业废水和城市污水的排放等影响, 我国近岸海域的富营养化问题逐渐加剧, 是近岸赤潮频发的物质基础[15]。一些海域的营养盐组成也发生了较大改变, 自20世纪80年代以来我国近海海水中总溶解无机氮浓度持续上升, 而磷酸盐浓度变化不大, 导致海水中氮磷比(N/P)显著升高[16]。氮磷等营养盐加富会提高浮游植物叶绿素含量和初级生产力[17-18], 促进浮游植物生长、繁殖并形成水华, 进而使群落演替加速, 改变浮游植物群落结构[19-20]。研究表明, 在营养盐丰富的水体, 繁殖速率高的硅藻易成为优势种; 当营养盐缺乏或被硅藻水华消耗至较低水平时, 对营养盐利用能力强的甲藻、鞭毛藻等则易为优势种[21-22]。水体中N/P也对浮游植物群落演替过程具有重要的调控作用: 例如, 在一定范围内, N/P降低有利于甲藻占优势[23], 而高N/P条件下硅藻对氮的同化速度加快[24], 更易成为优势种[23-25], 且硅藻粒级结构也会发生演替, 并导致浮游植物群落的生物多样性降低[26]。
在变化的近岸海洋环境中, 富营养化和酸化通常会共同作用于海洋浮游植物。有研究表明氮限制和CO2浓度变化可对浮游植物的生理过程产生交互效应[27]。但针对中国近岸浮游植物自然群落对酸化和富营养化耦合作用的相关研究却鲜有报道。本研究分别采用一次性培养方式[28-30]来模拟短期酸化和营养盐输入引起的藻华现象, 及连续培养方式[31]模拟在更长时间尺度上(20 d左右)相对稳态条件下酸化和N加富的单一效应及耦合作用对天津市近岸自然浮游植物群落的影响。
1 材料与方法 1.1 实验设计实验所用自然浮游植物群落于2018年4月采集于天津市滨海旅游区附近海域(39.103°N, 117.841°E), 采样时水文条件为: 盐度34, 温度14 ℃。全海水通过200 µm筛绢过滤后带回实验室用于培养实验。模拟培养实验条件设置如下(一次性培养及连续培养各3个平行样, 共计24个4 L聚碳酸酯培养瓶): 1) 对照: 无硝酸盐添加, p(CO2) 40.53 Pa; 2) 酸化: 无硝酸盐添加、p(CO2) 101.3 Pa; 3) 加N: 添加硝酸盐50 μmol·L–1、p(CO2) 40.53 Pa; 4) 酸化加N: 添加硝酸盐50 μmol·L–1、p(CO2) 101.3 Pa。
在阳光不受遮挡的室外放置2个培养槽, 采用一层中型密度网进行遮盖, 培养光照条件为50% 自然光强, 培养温度为(14±0.2) ℃, 采用连接有冷暖水机(HC-1000BH, 海利, 中国)的水浴进行控制[32]。对其中一组(12瓶)进行为期9 d的一次性培养, 培养期间不再补充营养盐。另设置12个经过不同处理的培养瓶用于连续培养实验, 瓶盖设置培养液连续流入口, 另在瓶颈处设有流出口, 以塑料连接管与流出液接收瓶相连, 以保证培养体系体积恒定。培养基采用蠕动泵(TB100N, 申辰, 中国)以稀释速率0.3 d–1[33]连续泵入培养瓶中。培养至第4 d打开蠕动泵, 开始连续培养实验, 培养期间每天定时晃动培养瓶5~7次, 使得藻液分布均匀。两种培养方式间隔1 d取样测定pH和叶绿素a (Chl a)。最终采样参数均为pH、总碱度、Chl a和颗粒有机磷(POP)、颗粒有机碳(POC)、颗粒有机氮(PON)、生物硅(BSi)及沉降速率。
海水培养液的碳酸盐体系采用曝气法调节[34]。其中向p(CO2) 40.53 Pa实验组的培养瓶中连续通入空气, p(CO2) 101.3 Pa实验组的培养液中通入采用二氧化碳加富器(CE-100, 武汉瑞华)调节p(CO2)的空气-二氧化碳混合气。所有气体在通入水体之前经0.2 µm滤膜过滤。培养开始前, 将海水培养基在相应的CO2浓度下进行曝气至少24 h, 培养过程中持续曝气至实验结束。同时, 连续培养实验中所用海水培养基也采用相应CO2浓度气体进行预先曝气。
1.2 样品采集与分析在实验过程中, 每日对各培养瓶中海水pH采用台式pH计(SevenCOmpactTM S210K, Mettler Toledo, 瑞士)测定[34]; 海水总碱度(TA)采用总碱度自动滴定仪测定(G20S, Mettler Toledo, 瑞士)[35]。连续培养实验中各培养瓶中在细胞生长达到稳态后的碳酸盐体系各参数(表 1)采用CO2SYS软件由pH和TA值计算而来[36]。
| 处理组 | pH | 质量摩尔浓度/(μmol·kg–1) | p(CO2)/Pa | ||||
| 总碱度 | 总溶解无机碳 | HCO3– | CO32– | CO2 | |||
| 对照 | 8.20 | 2 450.0 | 2 172.2 | 1 982.5 | 175.4 | 14.3 | 38.71 |
| 酸化 | 7.85 | 2 676.0 | 2 546.4 | 2 412.1 | 95.3 | 39.1 | 105.5 |
| 加N | 8.14 | 2 182.2 | 1 951.2 | 1 797.8 | 138.5 | 14.9 | 40.33 |
| 酸化加N | 7.89 | 2 370.8 | 2 226.1 | 2 101.1 | 95.3 | 26.9 | 80.05 |
用隔膜真空泵将样品在较低压强下(< 0.4 MPa)过滤至GF/F膜上(Whatman, 美国)用于测定总Chl a含量。分级Chl a则依次通过20 μm、2 μm聚碳酸酯滤膜和GF/F膜进行取样, 保存于–20 ℃。叶绿素a样品浸泡于90%丙酮, 在–20 ℃及暗处萃取24 h, 使用紫外分光光度计(UV-2550, 日本岛津)按照三色法测量和计算叶绿素a浓度[37]。
将样品过滤到经马弗炉灼烧(450 ℃, 4 h)后的GF/F膜(Whatman, 美国)上用于测定POP含量, 用2 mL 0.17 mol/L Na2SO4溶液淋洗抽滤。将滤膜转移至含2 mL 0.017 mol/L MgSO4溶液的样品瓶(已灼烧)中, 盖上铝箔纸, 置于60 ℃烘箱中烘干后用紫外可见分光光度计(UV-2550, 岛津, 日本)按钼酸盐测定法[38]测定其POP含量。
BSi样品过滤至0.6 µm聚碳酸酯滤膜(Millipore, 美国), 置于60 ℃烘箱中烘干后用显色法分析[39]。POC和PON样品过滤至经马弗炉灼烧过的GF/F膜上, 烘干后采用元素分析仪(ECS4010, Costech, 意大利)测定[27]。
浮游植物群落沉降速率采用沉降柱沉降法(SETCOL)通过对沉降前后沉降柱底部的叶绿素生物采样测定的方法进行计算[40]。
1.3 数据处理环境因子的交互效应依据Flot等[41]方法计算, 单一环境因子[酸化(A)或加氮(N)]或者两个环境因子共同变化(A+N)下对某生理生化参数的观测影响(observed effect, OE)依照该处理组与对照组的变化百分比计算而得(正值为正向升高效应, 负值为负向降低效应), 二者的交互效应(multiplicative effect, ME)根据公式[41-42]: ME(A+N) = [1 + OE(A)] × [1 + OE(N)] – 1计算。当OE(A)和OE(N)均为正或均为负时, 在|OE(A+N)| > |ME(A+N)|条件下, 两种环境因子为协同性交互效应, 在|OE(A+N)| < |ME(A+N)|条件下, 两种环境因子为对抗性交互效应; 当OE(A)和OE(N)为一正一负时, 两种环境因子为对抗性交互效应。本文绘图采用Origin 8.5和Graphpad prism 8软件。双因素方差分析(Two-way ANOVA)采用SPSS 19.0软件(P < 0.05时为显著性差异)。
2 结果 2.1 海水碳酸盐体系在培养期间, 培养体系中pH在两种p(CO2)处理组别存在明显差异。在培养实验的前期(t1~t4), 由于原位海水中的pH较低(~8.01), 在对照和加N组中其pH处于升高趋势, 但从t5至最终采样期间pH在这两个实验组别达到相对稳定, 各组别的平均值变化范围为8.10~8.20。酸化组在t1~t6期间, pH平均值在7.9附近波动, 到了培养末期(t8~t12)在7.80附近波动; 而在酸化加N组中, 在整个实验培养期间pH平均值一直在7.80~7.95间波动。在最终采样时(t12)通过pH和TA测定计算所得海水碳酸盐体系(表 1)显示, 在对照和加N组中, 培养体系中p(CO2)分别为38.71 Pa和40.33 Pa; 在酸化和酸化加N组中p(CO2)分别为105.5 Pa和80.05 Pa。
2.2 浮游植物生物量 2.2.1 总叶绿素浓度一次性培养(图 1a)中, 各处理组的叶绿素浓度在培养前7 d快速升高。添加硝酸盐浓度叶绿素含量明显增高, 但在相同硝酸盐浓度下CO2浓度变化影响并不显著, 其最高值出现在酸化加N组(t7, 75.99 μg·L–1)。在连续培养实验(图 1b)中, 叶绿素含量先呈增长趋势, 直到蠕动泵开启进行稀释之后至第6~8 d达到稳定。同样的, 在t6之后, 总叶绿素浓度在加N组(129.9 μg·L–1)和酸化加N组(t10达到最高, 311.05 μg·L–1)显著高于对照(t10, 26.62 μg·L–1)及酸化组(t10, 27.50 μg·L–1), 而CO2浓度变化对其影响不显著。
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| 图 1 一次性培养和连续培养中各实验组的总叶绿素浓度随时间变化情况 Fig. 1 Total chlorophyll concentrations in batch and continuous cultures in the four experimental conditions during incubation 注: 误差棒代表平行样间标准偏差 |
初始(t0)海水样品中, 小型浮游植物(20~ 200 μm)、微型浮游植物(2~20 μm)和超微型浮游植物(0.2~2 μm)的叶绿素浓度占比分别为34.50%、48.85%和16.59%。在培养中, 小型及微型浮游植物叶绿素浓度受硝酸盐添加的影响大于酸化的影响。一次性培养(图 2)中, 自t5开始, 小型浮游植物叶绿素浓度在加N组和酸化加N组显著高于其他两个无N添加组, 在t7达到峰值, 且酸化加N组叶绿素浓度为49.31 μg·L–1; 微型浮游植物叶绿素浓度在对照组于t5达到最高值(12.93 μg·L–1)后略有降低, 在酸化组于t7达到最高值(18.72 μg·L–1)且高于对照组, 而在加N及酸化加N处理组, 其浓度持续升高直至最终采样日(t9), 且加N组(56.91 μg·L–1)略高于酸化加N组(54.86 μg·L–1), 其平均值较对照组分别高76.77%和67.11%; 而在培养期间超微型浮游植物叶绿素浓度在各处理组均较低, 最高值出现在对照(t5, 3.16 μg·L–1)及加N组(t5, 2.53 μg·L–1), 到培养末期各处理组间无显著差异(0.50~1.75 μg·L–1)。连续培养(图 3)中, 自t6开始, 小型、微型浮游植物叶绿素浓度在加N组和酸化加N组显著高于其他两个无N添加组。小型浮游植物叶绿素浓度在加N组于t11达到最高值(58.46 μg·L–1)且略高于酸化加N组(t10, 56.95 μg·L–1); 微型浮游植物叶绿素浓度在对照组和酸化组于t6达到最高值(18.18 μg·L–1, 19.76 μg·L–1)后略有降低, 而在加N及酸化加N处理组, 其浓度持续升高直至最终采样日(t12), 且酸化加N组(111.6 μg·L–1)略高于加N组(91.24 μg·L–1); 在培养期间超微型浮游植物叶绿素浓度在各处理组均较低, 最高值出现在对照(t4, 10.50 μg·L–1), 到培养末期各处理组间无显著差异(0.50~2.90 μg·L–1)。
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| 图 2 一次性培养中各实验组的分级叶绿素浓度随时间变化情况 Fig. 2 Size-fractionated chlorophyll concentrations in the four experimental conditions during the batch culture 注: 误差棒代表平行样间标准偏差 |
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| 图 3 培养期间连续培养下的分级叶绿素浓度随时间变化情况 Fig. 3 Size-fractionated chlorophyll concentrations in the four experimental conditions during continuous incubation 注: 误差棒代表平行样间标准偏差 |
微型浮游植物在各处理组中均占主要比例, 在一次性培养中, 与对照组相比, 小型浮游植物占比在酸化组中增加, 其他各处理组中均有所降低。连续培养中酸化和加N处理均使微型浮游植物较对照组生物量增高, 而小型、超微型浮游植物生物量则相对减少。微型浮游植物占比在一次性培养的加N、酸化加N组中较对照组各增加了15.72%、31.74%, 而在酸化组中较对照降低了13.64%; 在连续培养中则比对照组各增加了14.03%、18.54%、20.19%。而小型浮游植物占比在一次性培养的酸化组较对照组增加了8.55%, 加N、酸化加N组中则各降低了26.87%、51.69%。在连续培养的酸化、加N、酸化加N组较对照各降低了8.53%、25.54%、28.60%。超微型浮游植物在一次性培养的酸化组(9.79%)和连续培养的对照组(8.30%)中占比相对最高(图 4a, b)。
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| 图 4 一次性培养和连续培养收样时分级叶绿素百分含量的占比图 Fig. 4 Percentage of size-fractionated chlorophyll concentration during the final sampling of batch and continuous cultures |
培养后各处理组的浮游植物POP和BSi浓度均显著增加。在一次性培养中, 相比于对照组, 浮游植物POP浓度在酸化组、加N组及酸化加N组各增高了4.64%、8.67%、13.88%(图 5a), 而浮游植物BSi浓度各降低了24.31%、7.52%、11.78%(图 6a); 连续培养中, 各处理中浮游植物POP浓度没有显著差异, 酸化组、加N组及酸化加N组的POP浓度各增高了3.11%、5.62%、7.48% (图 5b), 而酸化加N组的BSi浓度(13.18 μmol·L–1)显著高于酸化组(7.74 μmol·L–1)和加N组(8.43 μmol·L–1)(图 6b)。
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| 图 5 一次性培养和连续培养后的颗粒有机磷(POP)浓度 Fig. 5 POP concentrations in batch and continuous cultures 注: 误差棒代表平行样间标准偏差 |
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| 图 6 一次性培养和连续培养后收样时各处理组生物硅(Bsi)浓度 Fig. 6 BSi concentrations in batch and continuous cultures 注: 误差棒代表平行样间标准偏差, *代表与对照组有显著差异, P < 0.05 |
连续培养实验中, 浮游植物POC与BSi比值C/BSi在酸化加N组中降低程度(38.73%)显著高于酸化组(11.11%)和加N组(19.10%)(图 7)。浮游植物PON含量受硝酸盐添加的影响大于受酸化的影响。酸化组中浮游植物的POC含量、PON含量以及PON与POP比值(N/P)各降低了4.78%、11.84%、14.68%, 而POC与PON比值(C/N)增加了8.01%。加N处理组中PON含量和N/P各增加26.50%、19.51%, 而C/N显著降低了22.12%(图 7, 表 2)。
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| 图 7 连续培养收样时各处理组中的颗粒有机碳(POC)和颗粒有机氮(PON)浓度、碳/氮(C/N)、氮/磷(N/P)和碳/生物硅(C/BSi)比值 Fig. 7 POC concentrations, PON concentrations, C/N, N/P, and C/BSi ratios in the four experimental treatments on the final sampling day of the continuous culture 注: 误差棒代表平行样间标准偏差, * 代表与对照组有显著差异, P < 0.05 |
| 指标 | OE(A)/% | OE(N)/% | OE(A+N)/% | ME(A+N)/% | 交互作用 |
| Chl a | 7.56 | 86.89 | 86.47 | 72.76 | + |
| POP | 3.12 | 5.62 | 7.48 | 8.91 | – |
| BSi | 7.79 | 13.37 | 83.60 | 26.52 | + |
| POC | –4.78 | –1.48 | 8.53 | –6.19 | – |
| PON | –11.84 | 26.50 | 25.1 | 11.53 | + |
| C/N | 8.01 | –22.12 | –13.24 | –15.88 | – |
| N/P | –14.68 | 19.51 | 16.14 | 1.97 | + |
| C/BSi | –11.11 | –19.10 | –38.73 | –28.10 | + |
| 沉降速率 | –6.11 | 4.26 | 24.26 | –2.11 | + |
| 注: + 表示协同性交互效应; –表示拮抗性交互效应 | |||||
浮游植物群落沉降速率也显著受到了酸化和硝酸盐浓度变化的影响, 但在一次性培养和连续培养末期呈现了不同的趋势。在一次性培养收样时, 统计结果表明沉降速率显著受到了酸化和硝酸盐浓度变化的影响, 具体表现在无硝酸盐加富, 酸化组沉降速率显著低于对照组(图 8a, P < 0.05), 在硝酸盐加富条件下, 沉降速率也在酸化加N组低于加N组(图 8a, P = 0.053)。在相同二氧化碳分压下, N加富升高了沉降速率。在连续培养收样时, 沉降速率主要受到了N加富的显著影响, 酸化加N组沉降速率显著高于对照组及酸化组(图 8b)。
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| 图 8 一次性培养和连续培养后的沉降速率 Fig. 8 Sinking rates in batch and continuous cultures 注: 误差棒代表平行样间标准偏差, * 代表与对照组有显著差异, P < 0.05 |
酸化和硝酸盐加富对连续培养后浮游植物群落生物量及元素计量学指标的交互作用见表 2。通过对连续培养后各参数进行分析, 发现酸化和硝酸盐加富对浮游植物的Chl a含量、BSi、PON浓度、N/P、C/BSi和沉降速率产生协同性交互效应, 而对POP浓度、POC和C/N产生拮抗性交互效应。
3 讨论本研究采用一次性和连续培养的方式, 研究海洋酸化和N加富及其耦合作用对天津近岸浮游植物生理指标的影响。结果表明, 硝酸盐加富比酸化更显著地促进了小型和微型浮游植物的叶绿素生物量及种群POC、PON积累。同时连续培养实验表明, 酸化和N加富对叶绿素、BSi、PON浓度、N/P、C/BSi及沉降速率有协同交互作用, 对POP和POC浓度及C/N有拮抗性交互作用, 潜在表明酸化和N加富的耦合作用与酸化和N加富的单一效应存在较大差异。在一次性培养后, 酸化显著降低了浮游植物群落的沉降速率; 而在连续培养后, 酸化和N加富使浮游植物群落沉降速率显著升高。由于一次性培养实验是对自然环境中水华的发生至消退过程的模拟, 而连续培养实验则是对相对稳态的海洋环境的模拟, 该结果表明在群落不同生长阶段酸化和N加富对碳沉降存在不同潜在影响。总之, 本研究结果将为我们进一步分析和预测在日益复杂的全球变化多重环境压力下[43], 不同生长阶段(水华末期和稳态条件)的浮游植物群落相关的海洋生物地球化学变化提供理论依据。
海水中的营养盐为浮游植物的生长和代谢提供了物质基础, 在很多海域中营养盐浓度是限制浮游植物生产力的最主要环境因子[44]。天津近岸水域无机氮浓度通常较高, 范围为8~60 μmol·L–1[45]。在春季海水表层温度和光照强度适宜, 藻类等浮游生物生物量增加并快速吸收利用营养盐, 导致海水中硝酸盐含量降低甚至消耗殆尽, 导致水华的消亡[46]。在本实验中, 50 μmol·L–1的硝酸盐加富显著增加了天津近岸浮游植物群落的叶绿素生物量及POC、PON浓度。Chl a是一种色素-蛋白质复合体, 其合成往往受到氮浓度的影响, 而营养盐加富通常使藻体更易利用N、P元素进行核酸和蛋白质等生理合成过程[47], 进而促进浮游植物生长, 并促进种群的POC和PON的积累。而与N加富相比, 酸化对浮游植物的Chl a浓度变化影响并不显著。这与Tortell等[48-49]和Raven等[50]的研究结果相似。由于近岸海水受到了河流输入和废水排放的影响, 其pH日波动及季节波动范围较大[51], 在某些近岸海域CO2浓度通常高于开阔大洋, 因此近岸浮游植物可能已经适应了较高的CO2浓度及其波动变化。此外, 近岸海域中浮游植物的优势种多为硅藻, 有研究表明[52]硅藻的光合作用在当今CO2浓度下可能已达到饱和, 因此CO2浓度升高对其生理指标影响并不显著。
二氧化碳分压升高或硝酸盐加富均显著促进了浮游植物群落小型和微型浮游植物的占比, 这在一次性培养第5~7 d和连续培养第8~11 d期间尤为明显。与本实验结果相似, Burkhardt等[53]研究表明CO2浓度升高会影响细胞大小, 从而使浮游植物群落组成发生变化。高二氧化碳分压条件下通常更有利于硅藻种群中细胞较大的中心纲硅藻在群落中占优[54-55], 且不同CO2浓度条件下, 改变氮磷比使优势种变化更显著[56]。实验模型[57]也表明大气CO2浓度加倍将导致具有较低无机碳亲和力的浮游植物种类生物量增加。但在挪威水域中浮游植物群落没有受到CO2浓度变化的显著影响[58]。这表明大气CO2浓度变化能潜在影响浮游植物不同种类之间的竞争和种群演替, 并影响种群的粒径大小。在未来气候变化引起海水酸化和近岸营养盐浓度增加下, 浮游植物群落可能会向着更大粒径的群体演变。
在本研究中, 酸化和N加富对浮游植物群落化学计量学参数也产生了显著影响。有研究表明, 高二氧化碳分压不仅增加了浮游植物的C/N, 糖类、脂肪酸和蛋白质的结构和含量也发生了变化[59]。另外, 水体营养水平如氮、磷的限制, 也会影响浮游植物化学元素比值, 且不同浮游植物还表现出明显的种间差异[60]。本研究经连续培养后, 酸化处理使浮游植物C/N升高, 这与一些前期研究结果一致, 多种浮游植物种群的C/N和C/P会随CO2浓度的升高而升高[61-62], 进而影响元素生物地球化学循环。硝酸盐加富也显著升高了浮游植物POP、BSi、PON含量及N/P。有研究结果显示, 氮限制条件下, 颗石藻Emiliania huxleyi藻胞内氮含量略有降低[63]; 对中肋骨条藻和新月菱形藻的营养盐限制研究中, 也得出相似的结论[64]。CO2浓度的变化也会引起浮游植物对营养盐需求水平的变化[56], 并对浮游植物化学元素比值产生交互作用。
浮游植物的沉降速率与浮游植物的碳输出与碳沉降有潜在的相关性。本研究结果表明浮游植物的沉降速率在一次性培养和连续培养中对酸化和N加富的响应有不同的趋势, 这可能与培养介质中的营养盐水平有关。在一次性培养的末期, 营养盐被消耗殆尽, 并引起浮游植物如硅藻细胞中生化参数的改变, 如单位藻细胞内生物硅的积累[65], 进而升高其相对密度, 导致沉降速率升高。此外, 快速的向下沉降可增加个体较大的硅藻细胞表面的营养盐通量, 可将低营养盐的条件下硅藻沉降速率的升高视为在硅藻细胞应对营养盐限制的一种生理学适应和代谢控制策略[66]。因此, 在本实验中浮游植物沉降速率在营养盐水平相对稳定的连续培养实验中显著低于一次性培养实验中各处理组水平。Steele和Yentschd的研究[67]也表明, 活跃分裂藻细胞的沉降速率比衰老细胞的沉降速率减缓一半。此外, 酸化也会引起硅藻硅质化程度降低[12], 进而降低硅藻的沉降速率, 这在一次性培养实验中尤为明显。但在连续培养实验中, 在营养盐较为充足的条件下, 二氧化碳分压升高和N加富均可能促进了种群向更大粒径的硅藻占优方向发展[48, 68], 因此在酸化加N组, 群落的BSi浓度显著升高, 从而显著增加了浮游植物细胞的密度并引起压重效应, 导致沉降速率增加。因此, 这些不同响应趋势表明在水华发生的不同阶段酸化和N加富对浮游植物群落碳沉降的单一及耦合效应也有所不同, 在水华阶段酸化的效应显著, 导致浮游植物群落碳沉降减缓, 而在稳态条件下, 酸化和N加富的耦合效应则最为显著, 导致种群碳沉降升高, 从而影响浮游植物相关的碳通量。
4 结论及展望本研究表明N加富较酸化更显著促进了浮游植物生物量增殖, 酸化和N加富均引起浮游植物种群向着较大粒径浮游植物更占优的趋势演替, 并影响相关的元素比值和沉降速率。酸化和N加富对浮游植物相关的生物地球化学指标也产生了潜在的协同或拮抗的交互作用, 而群落不同生长阶段(水华及稳态条件下)的碳沉降对酸化和N加富的响应也有所不同。以上结果有助于我们进一步理解受人类活动影响较大的近岸海域浮游植物对海洋酸化和N加富的耦合作用的响应, 并分析预测由此产生的对生物地球化学循环和碳沉降和输出以及对上层食物链的影响。但在本研究中并未对浮游植物的种群组成变化进行细致研究, 未来的研究应对近岸海域中优势物种对酸化和营养盐加富的响应进行从单一物种的生理学及分子生物学响应机制的研究、并进一步上升到对近岸浮游植物种群演替和组成的系统性调查, 也需要将模拟培养实验结果与对自然种群的长期调查观测结果相结合, 以期对海洋环境变化背景下的浮游植物的生理生态学响应及其反馈效应有更深入的理解。
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