2024, Vol. 48
文章信息
- 牛建峰, 王旭雷, 郇丽, 张宝玉, 郑阵兵, 解修俊, 王立军, 顾文辉, 王广策. 2024.
- NIU Jianfeng, WANG Xulei, HUAN Li, ZHANG Baoyu, ZHENG Zhenbing, XIE Xiujun, WANG Lijun, GU Wenhui, WANG Guangce. 2024.
- 中国紫杉状海门冬配子体和四分孢子体适宜温度和光照强度比较研究
- A comparative study on the temperature and light intensity suitable for gametophytic and tetrasporophytic growth of Chinese Asparagopsis taxiformis
- 海洋科学, 48(10): 13-21
- Marine Sciences, 48(10): 13-21.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20240709001
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文章历史
- 收稿日期：2024-07-09
- 修回日期：2024-07-25
2. 青岛海洋科技中心海洋生物学与生物技术功能实验室, 山东 青岛 266237;
3. 中国科学院实验海洋生物学重点实验室, 山东 青岛 266404
2. Laboratory for Marine Biology and Biotechnology, Qingdao Marine Science and Technology Center, Qingdao 266237, China;
3. Key Laboratory of Experimental Marine Biology, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266404, China
海藻栽培产业不仅在碳固定、海洋生态环境改善中发挥积极作用, 还可为制药和化学工业生产精细化工产品提供多功能的原材料。在柏桉藻目(Bonnemaisoniale)的一些种类中, 次级代谢产物种类极为丰富, 尤其是卤代化合物, 这些次级代谢物展现出的功能主要包括对细菌、真菌和原生动物具有一定抑制作用, 因而具有在工业产品或化妆品中广泛应用的可能[1, 2]。其中, 海门冬属(Asparagopsis)海藻为全球性分布藻类[3, 4], 这一类群的成员包括遍布冷温带的刺海门冬(A. armata Harvey)和从热带到暖温带的紫杉状海门冬(A. taxiformis Delile)。刺海门冬是印度—太平洋地区(澳大利亚、新西兰、查塔姆群岛和智利)的特有种[5]。在中国自然分布的为紫杉状海门冬, 生长于广东、海南、福建和台湾沿海低潮线以下的礁石或珊瑚上。海门冬属藻类以其高含量的卤代化合物而成为欧洲大西洋沿岸科研和产业开发的热点之一。目前在北欧的一些地区已开展了人工栽培, 用于商业化次级代谢产物生产[6]。
事实上, 自20世纪70年代以来, 科学界对于刺海门冬和紫杉状海门冬次级代谢物的化学组成及其商业应用一直充满兴趣。尤其是近年来, 海门冬属海藻作为有效抑制反刍动物甲烷排放的生物活性被发现, 再次将其科学研究和商业化利用的可能性推至前沿, 引发了广泛的关注[7]。当前, 制约该属海藻在相关领域有效应用的主要瓶颈是如何获得足够数量的藻类生物量。因此关于海门冬生殖、生长及规模化栽培的研究一直备受关注。
海门冬属海藻的人工培养研究可追溯至1987年。新西兰科研团队首次报道了刺海门冬孢子体的室内培养, 成功在2个月内从具有孢子囊的雌配子体培养出成熟的四分孢子体[8]。然而, 通过培养野外采集的成熟四孢子体, 尽管室内培养观察到了孢子的释放与萌发现象, 但随后1个月内这些四分孢子体却逐渐退化, 未能形成新的配子体[8]。随后, 法国于1996年开发了刺海门冬规模化栽培的专利技术[6], 标志着基于配子体的营养繁殖技术得到突破[9]。1998年, 爱尔兰进行了约1 hm2的刺海门冬试验性栽培, 并根据当地情况调整了生长期和采收时间[9], 2004年, 刺海门冬栽培面积扩展至约2 hm2。除在开放海域开展的配子体人工栽培外, 2006年葡萄牙研究人员在陆基水箱中对刺海门冬四分孢子体进行了通气培养, 测定了温度和光照条件对丝状体生长的影响[10], 并探讨了其对养殖废水的净化能力[11]。2011年, 有研究报道了夏威夷紫杉状海门冬的培养与繁殖条件[12]。目前, 尽管实验室条件下完成其完整生活史的挑战依旧存在, 但采集成熟的配子体培育四分孢子体并用于规模化的商业培养是可行的。
迄今, 针对中国紫杉状海门冬最佳生长条件的报道尚属空白, 其大规模栽培技术的建立遇到瓶颈。本研究中, 作者采集野生紫杉状海门冬配子体, 培育四分孢子体, 在实验室内进行了不同温度条件下的藻体培养, 通过测定相应藻体的光合作用参数及光响应曲线, 评估了藻体适合的生长温度及光照强度; 设置合适培养温度条件下不同光照强度的胁迫实验, 通过光合放氧速率测定, 进一步验证藻体生长的最适光强, 以期为后续中国紫杉状海门冬的人工培养提供基础数据。
1 材料与方法 1.1 材料2024年5月上旬, 从海南三亚采集紫杉状海门冬配子体, 带回实验室暂养, 培养条件: 温度22 ℃; Led白光, 光照强度20~30 μmol/(m2·s); 光周期14 L∶10D。海水中添加PES营养盐, 通气培养, 期间每3 d换水1次。培养两周至藻体状态稳定后进行实验。四分孢子体由实验室前期诱导获得并保种的丝状体扩繁制备。
1.2 方法 1.2.1 不同藻体光响应曲线测定使用双通道调制叶绿素荧光仪(Dual-PAM-100, Walz GmbH, Effeltrich, 德国), 分别测定紫杉状海门冬配子体和四分孢子体光响应曲线。测定前藻体须在室温下暗适应10 min。光化光(PAR)强度设定为40、62、112、183、306、489、756、1 144和1 757 μmol/(m2·s), 持续时间30 s, 记录至少3组相应光化光下的ETR(II)值, 取平均值后输入软件Origin 9.1, 利用EILERS等[13]建立的方程进行光响应曲线耦合, 方程公式为: ETR= PAR / (a·PAR2+b·PAR +c), 计算得出PSII最大量子得率α以及半饱和光强Ik。
1.2.2 光照条件对不同世代海门冬藻体呼吸和光合放氧的影响取四分孢子体与实验室暂养紫杉状海门冬配子体, 参照SHAO等[14]实验步骤, 首先将海门冬配子体剪成1~2 mm的片段, 四分孢子体进行打散处理, 避免成团细胞被用于实验, 预处理的藻体置三角瓶弱光下恢复24 h备用。基于前期光响应曲线测定结果, 分别设置光照强度为50、100和200 μmol/(m2·s)的光照条件, 于23 ℃条件下进行光照处理。在实验进行的0.5、2和4 h时, 单独收集各样本(15 mg), 迅速转移到氧电极反应室, 添加2 mL新鲜海水, 使用Chlorolab-2液相氧电极(Hansatech, Norfolk, 英国), 进行单位时间内藻体的呼吸和放氧速率测定。
液相氧电极的测定程序为: 黑暗10 min, 四分孢子体光强200 μmol/(m2·s) 照射10 min, 配子体测定光强采用100 μmol/(m2·s)照射10 min。反应室内氧气浓度的实时变化由O2 view 2.0软件(Hansatech, Norfolk, 英国)监测, 整个测定过程中, 反应室内转子以20 r/min转速保持匀速转动。通过计算氧气浓度-时间曲线的斜率, 获得藻体呼吸和光合放氧引起的氧气浓度变化速度, 并通过藻体质量, 计算获得不同藻体在相应光照条件下的呼吸和光合放氧速率, 并对其光合呼吸比率进行比较。
1.2.3 不同世代藻体光补偿点及光饱和点测定取紫杉状海门冬四分孢子体与配子体150 mg, 按照前述实验步骤, 通过调节放氧仪照光条件, 测定不同藻体室温下呼吸耗氧和光合放氧速率。当净光合速率为0时的光照强度为对应藻体的光补偿点。参考前述PAM光响应曲线测定数据, 分别调整并设置不同强光照条件, 通过测定与比较净光合放氧速率, 获得紫杉状海门冬四分孢子体与配子体的饱和光照强度。
1.2.4 不同温度培养下藻体光合作用参数的变化各取适量紫杉状海门冬配子体(约0.3 g藻体, 150 mL海水, 置250 mL三角瓶)和四分孢子体(约0.1 g藻体, 150 mL海水, 置250 mL三角瓶)样本, 分别置15 ℃、17 ℃、22 ℃、27 ℃、29 ℃和31 ℃不同的温度条件下, 海水中添加PES营养盐, 光照强度50 μmol/(m2·s), 光周期14L∶10D, 连续培养5 d, 期间每3 d换水1次。在藻体培养的第1、3和5天, 使用调制叶绿素荧光仪(Dual-PAM-100, Heinz Walz, Effeltrich, 德国)测定其光合作用参数[15]。具体测定程序包括: 样本置测定比色皿后暗适应10 min; 初始荧光(Fo), 以10 μmol/(m2·s)的测量光测定获得; 最大荧光参数(Fm), 使用饱和脉冲(SP, 强度6 000 μmol/(m2·s), 持续时间300 ms)测定; 可变荧光(Fv)由Fm和Fo的差值获得。测定过程中光化光强度设定为49 μmol/(m2·s), 通过每隔20 s的饱和脉冲运行的方法, 获得光合作用各参数。导出数据通过GraphPad Prism Version 9.5.0软件进行数据处理并做图, P < 0.05时差异显著。
1.2.5 不同藻体可溶性总蛋白, 藻红蛋白及叶绿素含量测定将采集的紫杉状海门冬配子体(约100 mg)和四分孢子体样品(约50 mg)置2 mL研磨管, 液氮冷冻, 研磨仪(净信科技)破碎(60 Hz破碎50 s, 重复3次)。加入0.1 mL的PBS缓冲液(pH=7.4), 12 000 g, 4 ℃离心10 min, 收集上清, 沉淀加入50 μL PBS缓冲液(pH=7.4), 再进行1次提取。合并2次提取液为可溶性总蛋白提取物。可溶性总蛋白浓度采用BCA法测定, 测定波长562 nm。
分别取实验室培养的新鲜紫杉状海门冬配子体和四分孢子体约100 mg, 同上述可溶性总蛋白提取方法, 收集上清为粗提液, 进行可见光谱扫描。剩余沉淀加入1.5 mL的80%丙酮, 充分振荡, 并在20 ℃下过夜提取。提取物于4 ℃经12 000 g离心5 min, 收集上清, 进行叶绿素含量测定。
藻胆蛋白提取样本经不同程度稀释后于常温下进行可见光谱扫描分析, 扫描波长设定为400~700 nm。样本中R藻红蛋白浓度通过经验公式: R-PE = 155.8E498.5 – 40.0E614–10.5E651[16]计算获得, 其中E498.5的吸光值为E498与E499的平均值, 最终得到样本藻红蛋白总量及不同藻体的藻红蛋白含量。叶绿素浓度由扫描吸收光谱特定波长的吸光值, 通过公式Chla = 0.0127 × OD663 – 0.002 69 × OD645, 计算获得[17]。
2 结果 2.1 不同藻体光响应曲线测定快速光响应曲线的结果(图 1)表明, 紫杉状海门冬光系统II的最大量子产率α在配子体(0.383)和四分孢子体(0.362)相当。从拟合曲线结果可知, 紫杉状海门冬配子体饱和光照起始值(Ik)约为56 μmol/(m2·s), 四分孢子体的Ik约为88 μmol/(m2·s)。
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| 图 1 中国紫杉状海门冬配子体与四分孢子体光响应曲线 Fig. 1 Variation in Photosystem II electron transfer rate in gametophytes and tetrasporophytes of A. taxiformis |
在光照强度从50~200 μmol/(m2·s)的变化过程中, 海门冬四分孢子体呼吸作用大致呈现逐渐增加的趋势(图 2b), 且在50~100 μmol/(m2·s)的条件下, 其光合作用在实验的4 h内维持相对稳定, 而在200 μmol/(m2·s)的条件下, 呼吸作用在2 h时出现上升, 并在4 h时出现下降。海门冬配子体的呼吸作用在50~200 μmol/(m2·s)的条件下随着实验光照强度的增加而呈现逐渐下降趋势, 且在50 μmol/(m2·s)的条件下, 其呼吸作用出现了随光照时间先上升后下降的趋势(图 2b)。
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| 图 2 紫杉状海门冬不同光照处理后呼吸速率与光合速率 Fig. 2 Photosynthetic and respiratory activities of A. taxiformis after treatment with light at different intensities a. 总光合速率与呼吸速率比值; b. 呼吸放氧速率; c. 总光合速率(呼吸放氧速率与净光合放氧速率之和)。配子体测定时使用100 μmol/(m2·s)光照强度, 四分孢子体采用200 μmol/(m2·s)光照强度测定。氧气产生与消耗速率以鲜质量每分钟计算, 所有光合及呼吸活性值为3个生物学重复, 单因素方差分析, *.差异显著(P < 0.05), **.差异极显著(P < 0.01)。 |
如图 2c所示, 海门冬四分孢子体的光合作用和氧气释放速率随光强的增加而上升, 呈现出明显的正相关性。然而, 配子体的光合放氧速率则在较高的光强下出现了相反的趋势(图 2c), 除50 μmol/(m2·s)的光照条件外, 100和200 μmol/(m2·s)的光强对其光合放氧活性具有明显的抑制作用, 并且这种抑制作用随着受光时间的延长而变得越来越显著。
紫杉状海门冬在不同的光强条件下展现出了显著不同的光合/呼吸比(P/R值)。如图 2a所示, 在低到中等光照强度范围内, 四分孢子体维持了相对较高的P/R值, 并且在50 μmol/(m2·s)光照条件下, 达到最高值3.8, 相对而言, 配子体P/R值最大仅为1.8。值得注意的是, 四分孢子体的P/R值随光照强度的增加而呈现明显下降趋势, 而配子体并未显示出明显的下降趋势。
2.3 不同世代藻体光补偿点及光饱和点测定基于氧气释放量检测的海门冬光合放氧结果显示, 其四分孢子体和配子体在光照强度为10 μmol/(m2·s)条件下, 净光合速率为0, 说明无论配子体还是四分孢子体, 均能在较弱的光照条件下进行光合作用。然而, 基于氧气生成速率的饱和光强测定显示, 紫杉状海门冬配子体具有较低的饱和光强, 大约在100 μmol/(m2·s)光照条件下, 其净光合速率达到最大, 约为0.007 μmol O2 /(g·min)(图 3)。相对而言, 四分孢子体在250~270 μmol/(m2·s)光照条件下, 净光合速率为最大(图 3), 约为0.015 μmol O2 / (g·min)。四分孢子体的净光合速率显著高于配子体。值得注意的是, 四分孢子体在所有测试光照强度下, 净光合速率均明显超过配子体, 显示四分孢子体在高光照环境下具有更强的光合效率。
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| 图 3 紫杉状海门冬不同世代藻体饱和光强测定 Fig. 3 Saturated light intensity in gametophytes and tetrasporophytes of A. taxiformis |
本研究设定温度范围内, PS Ⅱ最大量子产额Fv/ Fm在各样本及不同处理时间点均保持稳定, 四分孢子体的实际量子产额Y(II)在29~31 ℃略有下降, 甚至在27 ℃处理5 d时, 其Y(II)也出现轻微下降(图 4)。然而, 本实验设定的15 ℃低温并未对海门冬光合活性造成影响, 无论四分孢子体还是配子体, 均维持较高值。对于配子体而言, 只有在31 ℃处理5 d时, Y(Ⅱ)呈现轻微下降趋势, 其他条件下无显著差异(图 4)。
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| 图 4 不同温度条件下紫杉状海门冬配子体与四分孢子体有效量子产额Y(II)随培养时间的变化 Fig. 4 Variation in the PS II quantum yields of gametophytes and tetrasporophytes of A. taxiformis under different temperatures |
如表 1所示, 紫杉状海门冬四分孢子体可溶性总蛋白含量占藻体鲜质量的1.6%~2.0%, 配子体可溶性总蛋白含量表现出一定的空间分布差异, 特别是在藻体的顶端与中下部区域之间, 蛋白质含量的变化较为明显, 存在较大差异, 配子体顶端可溶性总蛋白含量略低于四分孢子体, 而整株配子体可溶性总蛋白平均含量介于2.4%~2.8%, 高于四分孢子体。
| 样本名称 | 蛋白含量/(mg/g) | 藻红蛋白含量/(mg/g) | 叶绿素a含量/(μg/g) |
| 四分孢子体 | 17.88±1.92 | 0.93±0.01 | 38.28±2.28 |
| 配子体 | 26.23±2.16 | 0.90±0.06 | 34.24±3.11 |
| 配子体顶端 | 15.25±2.31 | — | — |
海门冬粗蛋白提取液呈现紫红色, 但未观察到藻红蛋白特有的荧光。扫描光谱结果进一步确认, 无论四分孢子体还是配子体, 均缺少藻红蛋白565 nm处特征吸收峰值。不同世代藻体藻红蛋白含量计算显示, 其四分孢子体藻红蛋白含量约为0.93±0.01 mg/g(表 1), 略高于配子体的藻红蛋白含量(0.90±0.06 mg/g), 但无显著性差别。四分孢子体叶绿素a含量平均为38.28 μg/g, 配子体叶绿素a含量虽然略低于四分孢子体, 但差异不显著。
3 讨论据评估, 因反刍动物消化释放的甲烷相当于每年排放8 000×105 t的二氧化碳当量, 对全球食物系统造成的负面影响巨大[18]。近期研究还显示在反刍动物饲料中添加低剂量海门冬(占动物日粮质量的0.2%~2%), 可显著减少其肠道甲烷排放[19-21]。这一策略在畜牧业中的应用潜力不仅在于环保层面, 同样对农业生产的可持续性具有深远影响。要实现基于海门冬抗甲烷在全球范围内的环境效益, 就需要开发大规模的、多样化的海门冬人工栽培体系。然而, 迄今仅在北欧的一些地区开展了海门冬的商业化栽培用于次级代谢产物的生产[6]。中国紫杉状海门冬, 尚未实现人工栽培。考虑到其资源并不丰富, 仅在海南广东等地沿海潮下带偶有分布, 同时, 大量的野生资源采集可能会导致自然资源枯竭, 因此有必要开展中国海门冬人工栽培的基础生物学研究, 并发展相关栽培技术, 以保障未来饲料添加及天然产物生产过程中海门冬供应的稳定与可持续。
3.1 紫杉状海门冬四分孢子体具有更广的光强适应能力植物生物量的累积是依赖光照和温度的过程。光照条件直接影响光合活性、生物量生长和生物化学成分[22, 23]。为了研究优化海门冬培养条件, 研究人员通过测定氧气释放(P/I曲线)和调制叶绿素荧光测量评估了该物种对温度和光照因子的响应[15]。MATA等[11]的研究结果显示光强度超过100 μmol/(m2·s)时会对刺海门冬四分孢子体造成光抑制, 但ZANOLLA等[24]认为在12~26 ℃的温度范围内, 温带和热带分支的紫杉状海门冬四分孢子体暴露于245 μmol/(m2·s)以上光照水平后才会发生光抑制[24], 而刺海门冬的四分孢子体则在较低的150 μmol/(m2·s)光照条件下就可以引起藻体光抑制的发生[11, 24]。本文基于调制叶绿素荧光仪测定结果, 中国紫杉状海门冬四分孢子体饱和光强约为200 μmol/(m2·s), 而放氧速率测定结果证明其饱和光强可达250~270 μmol/(m2·s), 与ZANOLLA等[24]的报道结果一致, 表明紫杉状海门冬四分孢子体确实具有较高的光合可塑性。
此外, 作者还观察到, 在短时间强光照射后, 紫杉状海门冬四分孢子体光合放氧速率出现显著上升, 说明紫杉状海门冬四分孢子体具有很强的光强适应能力, 为其能在不同光照环境中生长奠定了基础。相对而言, 配子体的饱和光强明显低于四分孢子体, 大致为四分孢子体的1/3, 说明紫杉状海门冬配子体适宜生存的光照区间较狭窄。
在光照和光合作用的研究中, 光补偿点是衡量植物能否通过光合作用产生的有机物质抵消呼吸作用消耗的物质的一个关键指标。此前的研究表明, 不同地区来源的配子体间光补偿点值存在一定的差异, 可能与其在自然界中的定植深度偏好有关。对海门冬而言, 其配子体光补偿点约为20 μmol/(m2·s)[25], 而对于紫杉状海门冬, 其光补偿点被认为低于刺海门冬的62 %[24]。本文测定结果显示, 无论孢子体还是配子体, 我国紫杉状海门冬光补偿点约为10 μmol/(m2·s)。因为光补偿点决定了藻体生存的最低光照要求, 较低的光补偿点有效拓展了其生存空间, 因而相对于刺海门冬, 紫杉状海门冬可以生长于潮下带更深的水域。
因此, 与紫杉状海门冬配子体相比, 其四分孢子体具有更强的环境光强适应能力, 人工培养更具优势。
3.2 中国紫杉状海门冬光合作用具有广泛的温度适应能力生物的养分同化和生物量积累是依赖温度的过程, 温度决定了物种生活史转变及其地理分布。紫杉状海门冬广泛分布于暖温带到热带水域, 表现出较宽的生态适宜温度范围。资料显示, 温带分布的紫杉状海门冬配子体在9~23 ℃之间生长良好[26], 在25~28 ℃可以存活[11], 而热带分支的紫杉状海门冬能适应更高温的环境, 可在17~31 ℃生长和存活[26]。意大利紫杉状海门冬配子体在14~26 ℃的温度范围内均能维持其正常生长, 最高生长速率通常在18~22 ℃[5]。澳大利亚暖温带和热带地区的紫杉状海门冬四分孢子体在20.2 ℃时达到生长峰值, 在28.1 ℃时生长速度出现下降[27]。在户外培养箱中, 紫杉状海门冬四分孢子体生长速率在春季平均水温22 ℃左右时达到峰值, 在初夏水温达到29 ℃时衰退, 就光合作用而言, 地中海分支的紫杉状海门冬四孢子体比其他区系的紫杉状海门冬表现出更广泛的温度耐受性[5]。开展不同温度对中国紫杉状海门冬光合生理影响的研究, 获得可能对其新陈代谢构成影响的温度条件, 是开展其人工养殖参数设定的重要基础。
PS II最大量子产额Fv/Fm代表藻体的潜在最大光能转化效率, 是光合性能的敏感指标, 可以很好的表现植物的生长状态。根据文献报道, 本文设置了15~31℃不同的温度条件, 分别对海南紫杉状海门冬进行了连续5 d的培养, 并利用调制叶绿素荧光仪对不同培养时间段的藻体进行了光合作用测定。PAM测定结果显示各样本Fv/Fm无显著变化, 说明在本实验设置的温度条件下, 海门冬配子体和四分孢子体的光合作用元件未受到明显胁迫影响。然而, 长时间(5 d)较高温度处理下, 四分孢子体样本中实际量子产额(YII)降低, 说明四分孢子体适宜生长温度略低于配子体, 且与已报道的热带分支地理株系具有相近的高温耐受范围。但无论哪种世代的藻体, 均具有较广的适宜温度范围。
3.3 紫杉状海门冬四分孢子体与配子体可溶性总蛋白及光合色素含量比较可溶性总蛋白测定结果表明, 尽管配子体不同部位可溶性总蛋白含量存在较大区别, 但整体上明显高于四分孢子体(表 1), 表明紫杉状海门冬配子体与四分孢子体可能在代谢活性或生理功能上存在差异。而在光合捕光色素藻红蛋白含量方面, 配子体则轻微低于四分孢子体(表 1)。本实验中两种海门冬藻体生活史类型间的叶绿素a含量虽未见统计学上的显著差异, 但四分孢子体中叶绿素含量高于配子体(表 1)。LITTLER等[28]曾提出, 海藻的生长形态与其生物量生产效率相关, 认为薄膜状海藻因具有较高的光合作用表面积而通常具有最高的生物量生产力, 其次为丝状和分枝状海藻。这很好地解释了海门冬四分孢子体净光合速率高于其配子体净光合速率的原因, 海门冬配子体为分枝状, 而四分孢子体为丝状, 具有更大的比表面积, 是一种具有更高生产力的藻体形态。
综上, 中国紫杉状海门冬四分孢子体因具有更强的环境光强适应能力, 广泛的温度适应范围及较高的光合作用活性, 因此可以通过调节光照强度而提升藻体的生产力, 是一种比配子体更适于基于反应器的规模化商业培养的藻体形态。
| [1] |
MCCONNELL O, FENICAL W. Halogen chemistry of the red alga Asparagopsis[J]. Phytochemistry, 1977, 16(3): 367-374. DOI:10.1016/0031-9422(77)80067-8 |
| [2] |
MARSHALL R A, HARPER D B, MCROBERTS W C, et al. Volatile bromocarbons produced by Falkenbergia stages of Asparagopsis spp. (Rhodophyta)[J]. Limnology and Oceanography, 1999, 44(5): 1348-1352. DOI:10.4319/lo.1999.44.5.1348 |
| [3] |
ANDREAKIS N, PROCACCINI G, KOOISTRA W H C F. Asparagopsis taxiformis and Asparagopsis armata (Bonnemaisoniales, Rhodophyta): genetic and morphological identification of Mediterranean populations[J]. European Journal of Phycology, 2004, 39(3): 273-283. DOI:10.1080/0967026042000236436 |
| [4] |
SHERWOOD A R. Phylogeography of Asparagopsis taxiformis (Bonnemaisoniales, Rhodophyta) in the Hawaiian Islands: Two Mtdna markers support three separate introductions[J]. Phycologia, 2008, 47(1): 79-88. DOI:10.2216/07-39.1 |
| [5] |
ZANOLLA M, CARMONA R, MATA L, et al. Concise review of the genus Asparagopsis montagne, 1840[J]. Journal of Applied Phycology, 2022, 34(1): 1-17. DOI:10.1007/s10811-021-02665-z |
| [6] |
KRAAN S, BARRINGTON K A. Commercial farming of Asparagopsis armata (Bonnemaisoniceae, Rhodophyta) in Ireland, maintenance of an introduced species?[J]. Journal of Applied Phycology, 2005, 17(2): 103-110. DOI:10.1007/s10811-005-2799-5 |
| [7] |
ZHU P, LI D, YANG Q, et al. Commercial cultivation, industrial application, and potential halocarbon biosynthesis pathway of Asparagopsis sp.[J]. Algal Research, 2021, 56: 102319. DOI:10.1016/j.algal.2021.102319 |
| [8] |
BONIN D R, HAWKES M W. Systematics and life histories of New Zealand Bonnemaisoniaceae (Bonnemaisoniales, Rhodophyta): I. The genus Asparagopsis[J]. New Zealand Journal of Botany, 1987, 25(4): 577-590. DOI:10.1080/0028825X.1987.10410088 |
| [9] |
WERNER A, CLARKE D, KRAAN S. Strategic review and the feasibility of seaweed aquaculture in Ireland[M]. Dublin, Ireland: Marine Institute, 2004: 63.
|
| [10] |
SCHUENHOFF A, MATA L, SANTOS R. The tetrasporophyte of Asparagopsis armata as a novel seaweed biofilter[J]. Aquaculture, 2006, 252(1): 3-11. DOI:10.1016/j.aquaculture.2005.11.044 |
| [11] |
MATA L, SILVA J, SCHUENHOFF A, et al. The effects of light and temperature on the photosynthesis of the Asparagopsis armata tetrasporophyte (Falkenbergia rufolanosa), cultivated in tanks[J]. Aquaculture, 2006, 252(1): 12-19. DOI:10.1016/j.aquaculture.2005.11.045 |
| [12] |
MICKELSON A. Defining culture requirements for reproduction and growth of Asparagopsis taxiformis, a Hawaiian native red alga[D]. Hilo ProQuest Dissertations & Theses: University of Hawai'i, 2013.
|
| [13] |
EILERS P, PEETERS J. A model for the relationship between light intensity and the rate of photosynthesis in phytoplankton[J]. Ecological Modelling, 1988, 42(3/4): 199-215. |
| [14] |
SHAO Z, XIE X, LIU X, et al. Overexpression of mitochondrial γCAL1 reveals a unique photoprotection mechanism in intertidal resurrection red algae through decreasing photorespiration[J]. Algal Research, 2022, 66: 102766. DOI:10.1016/j.algal.2022.102766 |
| [15] |
PFüNDEL E, KLUGHAMMER C, SCHREIBER U. Monitoring the effects of reduced PS II antenna size on quantum yields of photosystems I and II using the Dual-PAM-100 measuring system[J]. PAM Appl Notes, 2008, 1: 21-24. |
| [16] |
KURSAR T A, VAN DER MEER J, ALBERTE R S. Light- harvesting system of the red alga Gracilaria tikvahiae: I. Biochemical analyses of pigment mutations[J]. Plant Physiology, 1983, 73(2): 353-360. DOI:10.1104/pp.73.2.353 |
| [17] |
ARNON D I. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in Beta vulgaris[J]. Plant Physiology, 1949, 24(1): 1-15. DOI:10.1104/pp.24.1.1 |
| [18] |
TORRES R, CAMPOS A M, GOLDMAN J, et al. Effects of light quality and intensity on growth and bromoform content of the red seaweed Asparagopsis taxiformis[J]. Journal of Applied Phycology, 2023, 36(2): 627-637. |
| [19] |
KINLEY R D, DE NYS R, VUCKO M J, et al. The red macroalgae Asparagopsis taxiformis is a potent natural antimethanogenic that reduces methane production during in vitro fermentation with rumen fluid[J]. Animal Production Science, 2016, 56(3): 282-289. DOI:10.1071/AN15576 |
| [20] |
MACHADO L, MAGNUSSON M, PAUL N A, et al. Identification of bioactives from the red seaweed Asparagopsis taxiformis that promote antimethanogenic activity in vitro[J]. Journal of Applied Phycology, 2016, 28(5): 3117-3126. DOI:10.1007/s10811-016-0830-7 |
| [21] |
ROQUE B M, SALWEN J K, KINLEY R, et al. Inclusion of Asparagopsis armata in lactating dairy cows' diet reduces enteric methane emission by over 50 percent[J]. Journal of Cleaner Production, 2019, 234: 132-138. DOI:10.1016/j.jclepro.2019.06.193 |
| [22] |
GODíNEZ-ORTEGA J L, SNOEIJS P, ROBLEDO D, et al. Growth and pigment composition in the red alga Halymenia floresii cultured under different light qualities[J]. Journal of Applied Phycology, 2007, 20(3): 253-260. |
| [23] |
ZEPEDA E, FREILE-PELEGRíN Y, ROBLEDO D. Nutraceutical assessment of Solieria filiformis and Gracilaria cornea (Rhodophyta) under light quality modulation in culture[J]. Journal of Applied Phycology, 2020, 32(4): 2363-2373. DOI:10.1007/s10811-019-02023-0 |
| [24] |
ZANOLLA M, ALTAMIRANO M, CARMONA R, et al. Photosynthetic plasticity of the genus Asparagopsis (Bonnemaisoniales, Rhodophyta) in response to temperature: implications for invasiveness[J]. Biological Invasions, 2014, 17(5): 1341-1353. |
| [25] |
FLORES‐MOYA A, FERNÁNDEZ J A, NIELL F X. Growth pattern, reproduction, and self‐thinning in seaweeds[J]. Journal of Phycology, 1996, 32(5): 767-769. DOI:10.1111/j.0022-3646.1996.00767.x |
| [26] |
CHUALÁIN F N, MAGGS C A, SAUNDERS G W, et al. The invasive genus Asparagopsis (Bonnemaisoniaceae, Rhodophyta): Molecular systematics, morphology, and ecophysiology of falkenbergia isolates[J]. Journal of Phycology, 2004, 40(6): 1112-1126. DOI:10.1111/j.1529-8817.2004.03135.x |
| [27] |
MATA L, LAWTON R J, MAGNUSSON M, et al. Within-species and temperature-related variation in the growth and natural products of the red alga Asparagopsis taxiformis[J]. Journal of Applied Phycology, 2016, 29(3): 1437-1447. |
| [28] |
LITTLER M M, LITTLER D S, TAYLOR P R. Evolutionary strategies in a tropical barrier reef system: functional‐form groups of marine macroalgae[J]. Journal of Phycology, 1983, 19(2): 229-237. DOI:10.1111/j.0022-3646.1983.00229.x |