2024, Vol. 48
文章信息
- 张月, 李宁, 黎强, 聂鸿涛, 霍忠明, 闫喜武. 2024.
- ZHANG Yue, LI Ning, LI Qiang, NIE Hongtao, HUO Zhongming, YAN Xiwu. 2024.
- 低温对菲律宾蛤仔热休克蛋白和抗冻蛋白基因表达的影响
- Effects of low temperature stress on heat shock and antifreeze proteins in Manila clam (Ruditapes philippinarum)
- 海洋科学, 48(5): 33-41
- Marine Sciences, 48(5): 33-41.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20230227004
-
文章历史
- 收稿日期：2023-02-27
- 修回日期：2023-08-22
2. 大连海洋大学 辽宁省贝类良种繁育工程技术研究中心, 辽宁 大连 116023
2. Engineering Research Center of Shellfish Culture and Breeding in Liaoning Province, Dalian 116023, China
对低温的适应能力对于北方寒冷水域生存的双壳类动物非常重要。低温环境会诱发贝类的冷应激反应, 通过调节与低温耐受及低温胁迫的相关基因, 翻译合成抗寒相关蛋白, 从而减少低温对其造成的损伤[1-4]。热休克蛋白(HSPs)是一种保护性蛋白, 生物体受到恶劣环境袭击时, 就会被大量合成, 从而帮助每个细胞维持正常的生理活动[5]。冷休克蛋白(CSPs)是一类为适应低温环境而产生的调节生物生理变化的蛋白, 生物体适应低温、促进细胞生长等多种生理功能上起着重要作用[6]。抗冻蛋白(AFPs)是具有独特特性的生物低温保护剂, 在调节和控制生物体耐低温的分子机制中起着至关重要的作用[7]。
菲律宾蛤仔(Ruditapes philippinarum)广泛分布于菲律宾、日本以及中国的沿海滩涂, 是中国重要的海洋经济贝类[1]。中国北方蛤仔养殖业中, 冬季低温已成为对这一物种的主要威胁, 引起这种现象的原因之一就是南方的苗在北方海区养殖[8-10]。菲律宾蛤仔“斑马蛤2号”, 是以辽宁大连石河菲律宾蛤仔野生群体为基础群体, 以壳色和生长速率为目标性状, 采用群体选育技术, 经连续4代选育而成, 由于菲律宾蛤仔“斑马蛤2号”耐低温, 有望培育成适合在北方滩涂养殖的新品种[11]。开展菲律宾蛤仔新品种“斑马蛤2号”的耐低温能力研究, 对于新品种的推广具有重要意义。以往实验研究了低温对菲律宾蛤仔脂肪酸代谢相关基因表达的影响, 结果显示蛤仔“斑马蛤2号”脂肪酸代谢相关基因显著高表达, 存活率远高于大连群体和广西群体[1]。本实验通过研究和比较3个不同群体菲律宾蛤仔急性低温胁迫下5个抗低温相关基因(HSP70、HSC70、CSDE1、Y-box、AFPⅡ)的表达变化, 探究“斑马蛤2号”和两个野生群体对低温的耐受能力。
1 材料与方法 1.1 实验材料实验用菲律宾蛤仔“斑马蛤2号”是本实验室选育的蛤仔新品种, 采自辽宁省盘锦市, 野生群体分别采自辽宁省大连市金州区(J)和广西壮族自治区北海市, 菲律宾蛤仔样品基本信息见表 1。实验开始前暂养3周, 暂养水温(12±1) ℃, 暂养期间每天全量换水1次, 每天投小球藻2次, 持续充氧, 实验正式开始前1 d停止投饵。实验所用海水来自黑石礁海区, 海水盐度为31±1, pH值为8.1±0.2, 经沉淀、砂滤后贮存备用[1]。
| 群体 | 位置 | 经纬度 | 壳长/cm |
| 斑马蛤2号 | 盘锦市二界沟 | 40.810°N, 121.971°E | 3.17±0.18 |
| 辽宁群体 | 大连市金州区 | 39.076°N, 122.003°E | 3.05±0.24 |
| 广西群体 | 广西北海市 | 21.505°N, 109.100°E | 3.12±0.16 |
将实验菲律宾蛤仔随机分成2个低温实验组(−1 ℃, 4 ℃)和1个对照组(12 ℃), 在每个温度水槽中放置不同群体菲律宾蛤仔各100粒, 每个温度下设置3个平行。其中−1 ℃组水槽放置于冰箱中, 4 ℃组水槽放置于水循环箱中, 12 ℃组水槽放置于室温环境中。实验期间不进行投喂, 提前备好所需温度的实验用水, 每两天全量换水1次。为了评估急性低温胁迫对基因的影响, 在0、6、12、24、48和72 h从每个群体中随机选择3个菲律宾蛤仔采集鳃组织, 放入液氮速冻, 随后置于−80 ℃冰箱中。
1.3 RNA提取与引物设计采用Trizol法提取温度梯度下3个群体蛤仔的鳃组织中的总RNA, RNA用20 μL DEPC水溶解。使用1%琼脂糖凝胶电泳检测所提RNA的完整性, 使用Nano Drop紫外分光光度计检测RNA的纯度及浓度。用Primer Premier 5.0软件根据引物设计原则设计5个基因[1](HSP70, HSC70, CSDE1, Y-box, AFPⅡ)荧光定量引物(表 2)。
| 基因 | 正向引物 | 反向引物 |
| heat shock protein 70 | CTCCCGTGTTCTGTTGCTGACC | CAGCCGAAAAAGAGGAGTTTGAAT |
| heat shock cognate 71 | ACCAGGGCAACAGGACCAC | GACCTATCAGTCGTTTCGCATC |
| cold Shock domain containing E1 | TGCTCGCATGTTCTTCCACTTCAG | GCTACTTGTCGGCTAGGAGTTGTG |
| Y-box gene | TGGATTCAGAGGTGGCTACAGAGG | ACGGCGATAGAACGGTCTCCTG |
| antifreeze protein type Ⅱ | TCTGGCAATTGTAGACTCGGCTTC | CCTCCGCCATTGTCAGGTTGC |
| β-actin | CTCCCTTGAGAAGAGCTACGA | GATACCAGCAGATTCCATACCC |
不同温度下蛤仔鳃组织中抗低温相关基因的时序表达采用RT-qPCR进行检测。RT-qPCR反应体系为6 μL ddH2O, 2 μL cDNA、1 μL上游引物、1 μL下游引物和10 μL TB Green, 总体积为20 μL。反应条件为94 ℃下5 min, 1个循环, 94 ℃下变性30 s, 60 ℃下退火30 s, 72 ℃下延伸30 s, 40个循环。通过观察每个反应后的熔解曲线确认PCR产物的特异性。以β-actin为内参基因用2–ΔΔCt方法计算基因的相对表达量。
利用SPSS 23.0软件分析基因表达的差异显著水平, 对基因Ct值进行单因素方差分析(ANOVA), 然后进行Tukey HSD的多重比较检测, 以评估急性低温胁迫实验中同一群体实验蛤仔在不同胁迫时间点下的基因表达水平差异; 进行Duncan氏多重比较检测, 以评估在同一胁迫时间点不同实验蛤仔的基因表达水平差异。P < 0.05时为差异显著。
2 结果 2.1 低温对菲律宾蛤仔存活率的影响3个群体菲律宾蛤仔在−1 ℃、4 ℃和12 ℃下9 d的存活情况见图 1, 在−1 ℃低温组第1 d时, 北海群体已经开始出现死亡; 在第2 d时, 大连群体开始出现死亡个体, 北海群体死亡达到峰值, 并在接下来的时间一直保持较高的死亡数量; 第3 d时, “斑马蛤2号”开始出现死亡个体; −1 ℃低温组3个群体蛤仔第9 d存活率都在80%以下, 存活率最低为−1 ℃低温组北海群体; 4 ℃与12 ℃组3个群体蛤仔存活率都在90%以上(图 1)。
 |
| 图 1 三个群体蛤仔在不同低温胁迫下的存活率 Fig. 1 Survival rate of clams in three populations at different temperatures and times 注: “*”表示低温胁迫下不同群体蛤仔的存活率有显著差异(P < 0.05), “**”显著极差异(P < 0.01) |
在−1 ℃低温胁迫下3个群体HSP70基因表达水平随时间变长而逐渐增加。6~12 h, 大连群体和北海群体HSP70基因相对表达量有显著变化, 在24 h时3个群体HSP70基因相对表达量显著升高(P < 0.05)。48~72 h, 3个群体蛤仔HSP70基因相对表达量差异显著(P < 0.05), HSP70相对表达量高低顺序为斑马蛤2号 > 大连群体 > 北海群体(图 2)。
 |
| 图 2 三个群体蛤仔在−1 ℃下鳃中HSP70 mRNA的表达变化 Fig. 2 Expression changes of HSP70 mRNA in gills of three clam populations at −1℃ 注: “*”表示同一群体蛤仔的相对表达量与0 h组有显著差异(P < 0.05), 不同小写字母表示同一时间点不同群体蛤仔的相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
在−1 ℃低温胁迫下, 3个群体HSC70基因表达水平在12 h显著上调(图 3)。北海群体HSC70基因表达水平在0~72 h内持续升高, 大连群体与斑马蛤2号6~72 h内HSC70基因表达水平与0 h差异显著(P < 0.05), 在6, 24和72 h斑马蛤2号HSC70基因表达量显著高于大连群体(P < 0.05); 在12和48 h, 斑马蛤2号、大连群体HSC70基因表达水平与北海群体HSC70基因表达水平差异显著(P < 0.05); 72 h时3个群体HSC70基因表达水平差异显著(P < 0.05)。
 |
| 图 3 三个群体蛤仔在−1 ℃下鳃中HSC70 mRNA的表达变化 Fig. 3 Expression changes of HSC70 mRNA in gills of three clam populations at −1℃ 注: “*”表示同一群体蛤仔的相对表达量与0 h组有显著差异(P < 0.05), 不同小写字母表示同一时间点不同群体蛤仔的相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
低温胁迫下, 蛤仔HSP70基因表达显著上调(P < 0.05), 4 ℃时, 3个群体HSP70基因表达水平差异显著(P < 0.05), 在−1 ℃时, 3个群体HSP70基因表达水平差异显著(P < 0.05)(图 4)。
 |
| 图 4 三个群体蛤仔在低温下72 h鳃中HSP70的表达分析 Fig. 4 Expression analysis of HSP70 in gills of three clam populations at 72 h at different temperatures 注: “*”表示同一群体蛤仔实验组与对照组之间有显著性差异(P < 0.05), 不同字母表示同一温度下不同群体蛤仔相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
低温胁迫下, 3个群体HSC70基因表达水平显著上升(P < 0.05), 在4 ℃低温下, 3个群体HSC70基因表达水平与北海群体HSC70基因表达水平差异显著(P < 0.05), 在−1 ℃下, 3个群体HSC70基因表达水平差异显著(P < 0.05)(图 5)。
 |
| 图 5 三个群体蛤仔在低温下72 h时鳃中HSC70的表达分析 Fig. 5 Expression analysis of HSC70 in gills of three clam populations at different temperatures at 72 h 注: “*”表示同一群体蛤仔实验组与对照组之间有显著性差异(P < 0.05), 不同字母表示同一温度下不同群体蛤仔相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
为探究低温胁迫对不同群体蛤仔鳃组织冷休克蛋白基因的影响, 本实验分析了Y-box和CSDE1基因在−1 ℃下0、6、12、24、48和72 h鳃组织中mRNA的表达变化。图 6显示了3个群体蛤仔Y-box在−1 ℃低温胁迫下的表达水平, 北海群体蛤仔在−1 ℃低温胁迫时Y-box基因表达水平显著上调(P < 0.05), 在48 h时达到峰值, 大连群体Y-box基因表达在24 h时显著上调(P < 0.05), “斑马蛤2号”群体Y-box基因表达水平无显著变化, 在6~72 h时, 北海群体与其他两个群体Y-box基因表达水平差异显著(P < 0.05) (图 7)。
 |
| 图 6 三个群体蛤仔在−1 ℃下鳃中Y-box mRNA的表达变化 Fig. 6 The expression changes of Y-box mRNA in gills of three clam populations at −1℃ 注: “*”表示同一群体蛤仔的相对表达量与0 h组有显著差异(P < 0.05), 不同小写字母表示同一时间点不同群体蛤仔的相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
 |
| 图 7 三个群体蛤仔在−1 ℃下鳃中CSDE1 mRNA的表达变化 Fig. 7 Expression changes of CSDE1 mRNA in gills of three clam populations at −1 ℃ 注: “*”表示同一群体蛤仔的相对表达量与0 h组有显著差异(P < 0.05), 不同小写字母表示同一时间点不同群体蛤仔的相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
北海群体蛤仔在−1 ℃低温胁迫时CSDE1基因表达水平显著上调(P < 0.05), 在24 h时达到峰值, 大连群体CSDE1基因表达水平在6和12 h显著上调, “斑马蛤2号”群体CSDE1基因表达水平无显著变化, 北海群体与其他两个群体Y-box基因表达水平在6~72 h差异显著(P < 0.05)(图 7)。
低温胁迫下, 北海群体Y-box基因表达水平显著上调(P < 0.05), 在−1 ℃与4 ℃下分别是12 ℃表达量的4.02和8.72倍, 大连群体与“斑马蛤2号”Y-box基因表达无显著变化, 低温胁迫下北海群体Y-box基因表达水平与其他两个群体Y-box基因表达水平差异显著(P < 0.05)(图 8)。
 |
| 图 8 三个群体蛤仔在低温胁迫下72 h鳃中Y-box的表达分析 Fig. 8 Expression analysis of Y-box in gills of three populations of clams at different temperatures at 72 h 注: “*”表示同一群体蛤仔实验组与对照组之间有显著性差异(P < 0.05), 不同字母表示同一温度下不同群体蛤仔相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
不同温度下3个群体72 h时CSDE1基因表达水平见图 9。低温胁迫下, 北海群体CSDE1基因表达水平显著上升(P < 0.05), 在−1与4 ℃下分别是12 ℃表达量的3.45和4.63倍。低温胁迫72 h时, 大连群体与斑马蛤2号CSDE1基因表达与对照组无显著变化, 北海群体CSDE1基因表达水平与其他两个群体差异显著(P < 0.05)(图 9)。
 |
| 图 9 三个群体蛤仔在低温胁迫下72 h鳃中CSDE1的表达分析 Fig. 9 Expression analysis of CSDE1 in gills of three populations of clams at different temperatures at 72 h 注: “*”表示同一群体蛤仔实验组与对照组之间有显著性差异(P < 0.05), 不同字母表示同一温度下不同群体蛤仔相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
本实验分析了AFPⅡ基因在−1 ℃低温组下3个群体0、6、12、24、48和72 h时鳃组织中mRNA的表达变化, 及72 h时−1 ℃低温组、4 ℃低温组和对照组AFPⅡ基因的表达水平。结果表明, 3个群体AFPⅡ基因基本表达量先上升后下降, 北海群体在12~48 h AFPⅡ基因表达量显著升高(P < 0.05), 大连群体在12~72 h AFPⅡ基因表达量显著升高(P < 0.05), “斑马蛤2号”在6~72 h AFPⅡ基因表达量显著上调(P < 0.05), 3个群体在12 h时AFPⅡ基因表达水平最高且差异显著(P < 0.05)(图 10)。
 |
| 图 10 三个群体蛤仔在−1 ℃下鳃组织中AFPⅡ mRNA的表达变化 Fig. 10 Changes of AFPII mRNA expression in gills of three populations of clams at −1℃ 注: “*”表示同一群体蛤仔的相对表达量与0 h组有显著差异(P < 0.05), 不同小写字母表示同一时间点不同群体蛤仔的相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
不同温度下3个群体72 h时AFPⅡ基因表达水平见图 11。低温胁迫下, 北海群体与“斑马蛤2号”AFPⅡ基因表达显著上调(P < 0.05), 大连群体在−1 ℃低温胁迫下AFPⅡ基因表达显著上调(P < 0.05)(图 11)。
 |
| 图 11 三个群体蛤仔在低温胁迫下72 h鳃中AFPⅡ的表达分析 Fig. 11 Expression analysis of AFPⅡ in gills of three clam populations at different temperatures at 72 h 注: “*”表示同一群体蛤仔实验组与对照组之间有显著性差异(P < 0.05), 不同字母表示同一温度下不同群体蛤仔相对表达量有显著性差异(P < 0.05) |
温度的变化影响着贝类的生命活动, 导致贝类体内酶活性的改变, 影响贝类代谢。同时温度的变化会对贝类的能量收支造成影响, 从而影响贝类存活[12-18]。当外界环境温度变化超出贝类所能适应的范围后, 贝类的生理代谢紊乱[1], 从而导致贝类死亡现象。同时, 超出贝类最适温度范围的温度会导致蛤仔释放有害物质, 加剧蛤仔死亡[19]。本实验中研究了5个与蛤仔低温适应相关的基因(HSP70、HSC70、CSDE1、Y-box、AFPⅡ), 通过RT-qPCR分析发现这5个基因的表达模式受温度影响。
热休克蛋白作为分子伴侣与不同的多肽链非特异性结合, 催化介导蛋白质特定构象的形成, 参与体内蛋白质的折叠、装配和转运[20]。当机体受到高温胁迫时, 细胞内蛋白质折叠错误, 热休克蛋白可以清除变性的蛋白, 从而提高机体对低温胁迫的耐受性[21]。在本研究中, 我们通过对3个群体不同温度下鳃组织中HSP 70和HSC70的时序表达分析发现, 12~72 h时, 3个群体热休克蛋白基因相对表达量显著升高(P < 0.05), 并在之后的时间一直维持高表达, 这与热刺激下栉孔扇贝热休克蛋白表达具有相似的规律[22]; 48~72 h时, 3个群体间HSP 70基因相对表达量差异显著(P < 0.05), 在对其他菲律宾蛤仔群体的相关研究中也取得相同的结果[23]。菲律宾蛤仔72 h时, “斑马蛤2号”群体HSP70基因相对表达量是大连群体的1.59倍, 是北海群体的2.38倍; 在12~72 h, “斑马蛤2号”HSC70基因表达量高于大连群体高于北海群体, 且表达量差异显著(P < 0.05)。高表达是面对低温胁迫时, 蛤仔HSP70, HSC70基因在短时间内高表达, 说明蛤仔对低温有较强的耐受性。
冷休克蛋白是一类在低温条件下表达上调的序列高度保守的蛋白质, 可通过与目的蛋白质信使核糖核酸的结合, 调节这些蛋白质在低温、缺氧、紫外线照射等应激条件下的表达, 并参与细胞的增殖、凋亡等多种生理过程, 在细胞快速适应这些应激条件的过程中发挥着重要的作用[24]。Y-box与CSDE1是冷休克蛋白家族的成员, Y-box参与多种细胞功能, 包括调节基因表达、染色质修饰、细胞增殖、DNA修复和RNA包装, 是不同生物体生理调节过程中的重要蛋白。CSDE1是一种具有5个冷休克区的细胞RNA结合蛋白[24]。Dong等[6]研究表明, 急性低温(−2 ℃)胁迫下, 南方群体Y-box基因表达量在3 h显著升高, 北方群体在48及96 h显著升高, 斑马蛤2号群体在72 h显著升高。本研究中通过对3个群体不同温度下鳃组织中Y-box和CSDE1的表达分析发现, 北海群体Y-box和CSDE1基因相对表达量水平显著升高(P < 0.05), 大连群体与“斑马蛤2号”相对表达量无显著变化, 这可能说明不同地理群体的同一物种对低温有着不同的应对策略。
抗冻蛋白Ⅱ型(AFPⅡ)是迄今为止已知的最大的球状AFP, AFPⅡ与C型(Ca2+依赖性)凝集素样结构域同源[25]。AFPs最初是在南极或北极海洋鱼类中发现的低温特异性蛋白质, 它们可以防止体液中冰晶的形成和生长, 从而降低生物液体的冰点, 保护生物免受低温损伤[26]。在各种生物体内发现了AFP, 包括鱼类、昆虫、植物、细菌和真菌[27-29]。大量研究表明, 植物和昆虫中的AFPs可以有效地提高它们对低温的耐受性[30-31]。鱼类AFP按发现时间顺序分为Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ和Ⅳ类[32]。董莎莎等[6]研究表明, 在急性低温胁迫下, 5种群体蛤仔AFPⅡ在12和48 h时显著升高。低温迫使水产动物的新陈代谢减缓, 抗氧化和免疫能力下降, 可能导致细胞损伤和死亡[33-34], 本研究鳃组织中AFPⅡ的时序表达分析发现, −1 ℃下, 处理6 h时, “斑马蛤2号”AFPⅡ表达水平显著高于另外两组, 12 h后大连群体和“斑马蛤2号”群体AFPⅡ表达显著高于北海群体, 表明AFPⅡ的显著表达与蛤仔耐低温的能力是密切相关, “斑马蛤2号”具有较强的耐寒能力, 在北方蛤仔养殖产业中具有重要的生产潜力和经济价值[1]。三个群体AFPⅡ基因差异表达可能是对环境长期适应的结果, 不同的自然条件造就了生物不同的生存策略。在低温条件下, AFP可能通过抑制细胞内冰晶形成, 维持细胞膜的稳定性, 从而保持内部环境相对稳定, 减少低温对机体的损害[35-36]。本实验结果表明, 不同群体蛤仔在低温胁迫时抗低温相关基因表达模式不同, “斑马蛤2号”的HSP70、HSC70和AFPⅡ表达量及存活率高于两个野生群体, 实验证明“斑马蛤2号”可能具有更强的耐低温能力。热休克蛋白基因的表达与之前的栉孔扇贝及蛤仔高温胁迫实验具有相似的规律[22-23]。
4 结论本文探究了菲律宾蛤仔“斑马蛤2号”和两个野生群体在低温胁迫下热休克蛋白及抗冻蛋白相关基因表达的变化, 初步阐明了“斑马蛤2号”与普通野生群体低温胁迫耐受能力差异的主要分子机制。本文的研究结果对蛤仔新品种“斑马蛤2号”的推广以及蛤仔产业的健康发展具有促进作用, 在贝类抗逆性相关研究中也拥有重要参考价值。
| [1] |
李宁, 聂鸿涛, 黎强, 等. 低温胁迫对不同群体菲律宾蛤仔存活率及脂肪酸代谢相关基因SCD、FAD和ACC表达的影响[J]. 大连海洋大学学报, 2022, 37(4): 636-642. LI Ning, NIE Hongtao, LI Qiang, et al. Effects of low temperature stress on survival rate and expression of fatty acid metabolism related genes SCD, FAD and ACC in different populations of Ruditapes philippinarum[J]. Journal of Dalian Ocean University, 2022, 37(4): 636-642. |
| [2] |
ZHANG Y, SUN J, MU H, et al. Proteomic basis of stress responses in the gills of the Pacific oyster Crassostrea gigas[J]. Journal of Proteome Research, 2014, 14(1): 304-317. |
| [3] |
NIE H, JIANG L, HUO Z, et al. Transcriptomic responses to low temperature stress in the Manila clam, Ruditapes philippinarum[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2016, 55: 358-366. |
| [4] |
董莎莎, 聂鸿涛, 闫喜武. 贝类低温胁迫响应机制研究进展[J]. 大连海洋大学学报, 2019, 34(3): 457-462. DONG Shasha, NIE Hongtao, YAN Xiwu. Research progresses on mechanisms of cold stress responses in shellfish: a review[J]. Journal of Dalian Ocean University, 2019, 34(3): 457-462. |
| [5] |
NIE H, LIU L, HUO Z, et al. The HSP70 gene expression responses to thermal and salinity stress in wild and cultivated Manila clam Ruditapes philippinarum[J]. Aquaculture, 2017, 470: 149-156. DOI:10.1016/j.aquaculture.2016.12.016 |
| [6] |
DONG S, NIE H, YE J, et al. Physiological and gene expression analysis of the Manila clam Ruditapes philippinarum in response to cold acclimation[J]. Science of The Total Environment, 2020, 742: 140427. DOI:10.1016/j.scitotenv.2020.140427 |
| [7] |
DONG S, NIE H, LI D, et al. Molecular cloning and characterization of Y-box gene (Rpybx) from Manila clam and its expression analysis in different strains under low temperature stress[J]. Animal Genetics, 2020, 51(3): 430-438. DOI:10.1111/age.12919 |
| [8] |
NIE H, CHEN P, HUO Z, et al. Effects of temperature and salinity on oxygen consumption and ammonia excretion in different colour strains of the Manila clam, Ruditapes philippinarum[J]. Aquaculture Research, 2017, 48(6): 2778-2786. DOI:10.1111/are.13111 |
| [9] |
闫喜武, 张国范. 蛤仔育种学[M]. 北京: 科学出版社, 2018. YAN Xiwu, ZHANG Guofan. Manila clam Breeding study[M]. Beijing: Science Press, 2018. |
| [10] |
LI D, NIE H, JAHAN K, et al. Expression analyses of C-type lectins (CTLs) in Manila clam under cold stress provide insights for its potential function in cold resistance of Ruditapes philippinarum[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology, 2020, 230: 108708. |
| [11] |
马倩颖, 杨凤, 霍忠明, 等. 总氨态氮和pH对菲律宾蛤仔"斑马蛤2号"品系幼贝潜沙的影响[J]. 大连海洋大学学报, 2021, 36(2): 289-294. MA Qianying, YANG Feng, HUO Zhongming, et al. Effects of total ammonia nitrogen content and pH on burrowing of juvenile "Zebra 2" strain of Manila clam Ruditapes philippinarum[J]. Journal of Dalian Ocean University, 2021, 36(2): 289-294. |
| [12] |
GAGNAIRE B, FROUIN H, MOREAU K, et al. Effects of temperature and salinity on haemocyte activities of the Pacific oyster, Crassostrea gigas (Thunberg)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2006, 20(4): 536-547. |
| [13] |
BRAGA A C, CAMACHO C, MARQUES A, et al. Combined effects of warming and acidification on accumulation and elimination dynamics of paralytic shellfish toxins in mussels Mytilus galloprovincialis[J]. Environmental Research, 2018, 164: 647-654. DOI:10.1016/j.envres.2018.03.045 |
| [14] |
WANG Q, LIU Y, ZHENG Z, et al. Adaptive response of pearl oyster Pinctada fucata martensii to low water temperature stress[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2018, 78: 310-315. |
| [15] |
TETTELBACH S T, RHODES E W. Combined effects of temperature and salinity on embryos and larvae of the northern bay scallop Argopecten irradians irradians[J]. Marine Biology, 1981, 63(3): 249-256. DOI:10.1007/BF00395994 |
| [16] |
李世英, 鲁男, 蒋双, 等. 温度、盐度对滑顶薄壳鸟蛤面盘幼虫存活和生长的影响[J]. 大连水产学院学报, 1999, 14(2): 66-69. LI Shiying, LU Nan, JIANG Shuang, et al. Effect of temperature and salinity on survival and growth of the veliger of head clam (Fulvia mutica Reeve)[J]. Journal of Dalian Fisheries University, 1999, 14(2): 66-69. |
| [17] |
王丹丽, 徐善良, 尤仲杰. 温度和盐度对青蛤孵化及幼虫、稚贝存活与生长变态的影响[J]. 水生生物学报, 2005, 29(5): 495-501. WANG Danli, XU Shanliang, YOU Zhongjie. The effects of temperature and salinity on the incubation of Cyclina sinensis and survival, growth and metamorphosis of C. Sinensis larvae and juveniles[J]. Acta Hydrobiologica Sinica, 2005, 29(5): 495-501. |
| [18] |
桑士田, 闫喜武, 杨鹏, 等. 菲律宾蛤仔稚贝最适生长环境条件的响应面法分析[J]. 水产学报, 2012, 36(9): 1410-1417. SANG Shitian, YAN Xiwu, YANG Peng, et al. Response surface methodology for optimization of growth condition in juvenile Ruditapes philippinarum[J]. Journal of Fisheries of China, 2012, 36(9): 1410-1417. |
| [19] |
马绍赛, 周诗赉, 陈聚法, 等. 滩涂养殖菲律宾蛤仔死亡及生态环境效应调查研究[J]. 渔业科学进展, 1997, 18(2): 1-8. MA Shaosai, ZHOU Shilai, CHEN Jufa, et al. Study on the mortality of beach culture oyster and the ecological environment effect[J]. Marine Fisheries Research, 1997, 18(2): 1-8. |
| [20] |
SPIESS C, BEIL A, EHRMANN M. A temperature-dependent switch from chaperone to protease in a widely conserved heat shock protein[J]. Cell, 1999, 97(3): 339-347. DOI:10.1016/S0092-8674(00)80743-6 |
| [21] |
ROBERTS R J, AGIUS C, SALIBA C, et al. Heat shock proteins (chaperones) in fish and shellfish and their potential role in relation to fish health: a review[J]. Journal of Fish Diseases, 2010, 33(10): 789-801. DOI:10.1111/j.1365-2761.2010.01183.x |
| [22] |
刘甜雨, 王清, 陈慕雁, 等. 热刺激对栉孔扇贝免疫功能和热休克蛋白表达的影响[J]. 中国海洋大学学报(自然科学版), 2017, 47(8): 31-43. LIU Tianyu, WANG Qing, CHEN Muyan, et al. Effect of thermal stimulus on immune function and heat shock protein expression of scallop chlamys farreri[J]. Periodical of Ocean University of China, 2017, 47(8): 31-43. |
| [23] |
李佳. 温度和盐度对菲律宾蛤仔(Ruditapes philippinarum)热休克蛋白家族基因表达的影响[D]. 大连: 大连海洋大学, 2016. LI Jia. Effects of temperature and salinity on gene expression of heat shock protein family in Ruditapes philippinarum[D]. Dalian: Dalian Ocean University, 2016. |
| [24] |
王辉, 丁协刚, 李世文, 等. 冷休克蛋白的生物学功能研究进展[J]. 中华临床医师杂志(电子版), 2015, 9(8): 119-125. WANG Hui, DING Xiegang, LI Shiwen, et al. Progress of biological function of cold shock protein[J]. Chinese Journal of Clinicians (Electronic Edition), 2015, 9(8): 119-125. |
| [25] |
DRICKAMER K. C-type lectin-like domains[J]. Current Opinion in Structural Biology, 1999, 9(5): 585-590. DOI:10.1016/S0959-440X(99)00009-3 |
| [26] |
KNIGHT C A, DE VRIES A L, OOLMAN L D. Fish antifreeze protein and the freezing and recrystallization of ice[J]. Nature, 1984, 308(5956): 295-296. DOI:10.1038/308295a0 |
| [27] |
张俊芳, 陶筱帆, 韩兵社. 南极鱼抗冻蛋白功能和进化及其应用研究进展[J]. 中国水产科学, 2020, 27(3): 355-361. ZHANG Junfang, TAO Xiaofan, HAN Bingshe. Function, evolution, and application of antifreeze proteins in Antarctic fish[J]. Journal of Fishery Sciences of China, 2020, 27(3): 355-361. |
| [28] |
刘万勃, 宋明, 张中灵, 等. 抗冻蛋白的研究进展[J]. 生物学杂志, 2000, 17(4): 7-8. LIU Wanbo, SONG Ming, ZHANG Zhongling, et al. Advances in the study of antifreeze protein[J]. Journal of Biology, 2000, 17(4): 7-8. |
| [29] |
闫清华, 杨理, 邵强. 抗冻蛋白及其在食品领域中的应用[J]. 山东农业科学, 2010(11): 89-92. YAN Qinghua, YANG Li, SHAO Qiang. Antifreeze protein and its application in food field[J]. Shandong Agricultural Sciences, 2010(11): 89-92. |
| [30] |
XU K, NIU Q, ZHAO H, et al. Sequencing and expression characterization of antifreeze protein maxi-like in Apis cerana cerana[J]. Journal of Insect Science, 2018, 18(1): 11. |
| [31] |
KUIPER M J, DAVIES P L, WALKER V K. A theoretical model of a plant antifreeze protein from Lolium perenne[J]. Biophysical Journal, 2001, 81(6): 3560-3565. DOI:10.1016/S0006-3495(01)75986-3 |
| [32] |
DAVIES P L, HEW C L. Biochemistry of fish antifreeze proteins[J]. FASEB J, 1990, 4(8): 2460-2468. DOI:10.1096/fasebj.4.8.2185972 |
| [33] |
LIU L, ZHANG R, WANG X, et al. Transcriptome analysis reveals molecular mechanisms responsive to acute cold stress in the tropical stenothermal fish tiger barb (Puntius tetrazona)[J]. BMC Genomics, 2020, 21: 737. DOI:10.1186/s12864-020-07139-z |
| [34] |
GRACEY A Y, FRASER E J, LI W, et al. Coping with cold: An integrative, multitissue analysis of the transcriptome of a poikilothermic vertebrate[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2004, 101(48): 16970-16975. DOI:10.1073/pnas.0403627101 |
| [35] |
NEGULESCU P A, RUBINSKY B, FLETCHER G L, et al. Fish antifreeze proteins block Ca entry into rabbit parietal cells[J]. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 1992, 263(6): 1310-1313. DOI:10.1152/ajpcell.1992.263.6.C1310 |
| [36] |
CHEN Z, CHENG CHC, ZHANG J, et al. Transcriptomic and genomic evolution under constant cold in Antarctic notothenioid fish[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2008, 105(35): 12944-12949. DOI:10.1073/pnas.0802432105 |