2025, Vol. 49
文章信息
- 张颖, 施蔓洁, 苏南, 盛开, 胡建兴, 郑凡昱, 陈偿. 2025.
- ZHANG Ying, SHI Manjie, SU Nan, SHENG Kai, HU Jianxing, ZHENG Fanyu, CHEN Chang. 2025.
- 钙化藻对长棘海星幼虫附着变态的诱导特性研究
- Induction of settlement and metamorphosis in crown-of-thorns starfish larvae by crustose coralline algae
- 海洋科学, 49(4): 84-94
- Marine Sciences, 49(4): 84-94.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20241118001
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文章历史
- 收稿日期：2024-11-18
- 修回日期：2025-02-11
2. 中国科学院南海海洋研究所, 海南西沙海洋环境国家野外科学观测研究站, 广东 广州 510301;
3. 华南农业大学 海洋学院, 广东 广州 510600;
4. 暨南大学 水生生物研究所, 广东 广州 510632;
5. 中国科学院大学, 北京 10049
2. Xisha Marine Environment National Observation and Research Station, Hainan, South China Sea Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Guangzhou 510301, China;
3. College of Marine Sciences, South China Agricultural University, Guangzhou 510600, China;
4. Institute of Hydrobiology, Jinan University, Guangzhou 510632, China;
5. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
长棘海星(Crown of Thorns Starfish, CoTS; Acanthaster spp.)是珊瑚礁生态系统的重要组成部分, 主要以造礁石珊瑚为食, 其捕食行为对于增加当地珊瑚的物种多样性具有重要意义[1]。然而, 它的种群暴发(暴发阈值1 000~1 500 ind./km²)已成为印度-太平洋珊瑚礁退化的主要原因之一。据报道, 澳大利亚大堡礁在1985—2012年期间, 珊瑚覆盖率下降了近一半, 其中42%的损失归因于长棘海星的暴发[2]。近年来, 长棘海星的暴发对我国造礁石珊瑚也带来了巨大的破坏。2005年所记录的第一次暴发造成西沙珊瑚覆盖率急剧下降[3-4]。2018年长棘海星大规模暴发再次来袭, 对正处于恢复期的南海珊瑚礁造成了进一步破坏[5-6]。
长棘海星作为一类以R型对策为生殖模式的海洋无脊椎动物, 繁殖力很强, 一只雌性个体可释放几千万枚卵, 所以如果长棘海星幼虫和幼体的存活率得到微小的提高, 成体的数量就将获得大量补充, 即使在亲本种群密度较低的条件下也可能导致暴发[7]。长棘海星浮游态浮浪幼虫要作为新个体补充进种群并在珊瑚礁中传播和暴发, 就必须成功过渡到更为稳定的底栖幼体阶段[8-9]。附着变态是长棘海星生活史中的瓶颈, 决定着浮浪幼虫能否成功过渡到底栖幼体阶段。基于长棘海星浮浪幼虫极高的死亡率[10-11], 以及成年长棘海星的行动因为栖息地异质性、能量限制和资源可用性等因素受到限制, 因此幼虫的附着变态是否成功被认为是影响长棘海星丰度和种群暴发的重要因素之一[12-13]。
附着变态是指幼虫附着在基质表面, 并伴有快速而剧烈的形态变化[14]。它是由生物和非生物因素之间的相互作用所带来的在时空上的复杂过程[15]。幼虫在积极探索潜在基质过程中, 当缺乏合适的基质时, 会恢复游泳并返回水体。若遇到合适基质, 将会对基质表面的信号做出反应, 附着在基质上并发生变态[16]。这一过程受到多种因素的影响, 包括生物、物理和化学等因素。已有研究发现, 长棘海星的附着变态率随着海水pH值的降低而下降[17], 这可能因为海水pH值的降低改变了幼虫的水平游泳行为或垂直迁移, 从而影响幼虫到达适宜附着基质的能力, 使具有变态能力幼虫的供应减少, 从而影响幼虫的变态率; 或是通过改变幼虫适宜附着基质(如生物膜和皮壳状珊瑚藻)的形状和分布, 直接影响变态的成功; 亦或是通过改变幼虫的发育过程或幼虫的能量收支, 来降低幼虫的变态率[18]。
在幼虫附着变态过程的众多影响因素中, 钙化藻(Crustose coralline algae, CCA)是最为重要的。它作为关键的造礁物种, 其表面覆盖的几毫米活藻通过将松散的珊瑚碎石与坚硬的碳酸盐骨架粘合在一起, 为许多海洋无脊椎动物幼虫提供了合适的场所, 而且钙化藻通过向浮浪幼虫提供与附着变态信号相关的化学特征, 在许多物种的新个体招募中发挥基本的生态作用[19]。大多数珊瑚幼虫会以某种钙化藻为附着基质发生附着变态并定居, 而钙化藻的覆盖度也被用来作为衡量珊瑚幼虫密度的重要指标[18]。钙化藻诱导海洋无脊椎动物幼虫变态常被认为是藻类产生的诱导因子在起作用, 但也有研究指出这些诱导因子来源于与钙化藻共生的细菌[20-21]。此外, 不同钙化藻的诱导效率也存在差异, Doll等[22]研究了不同钙化藻种类对长棘海星幼虫变态的影响, 发现不同钙化藻诱导下幼虫的变态率存在很大差异, 提出高诱导性钙化藻在长棘海星幼虫底栖栖息的选择中可能发挥重要作用。尽管已有诸多研究探究了钙化藻对海洋无脊椎动物幼虫的诱导作用, 但是关于其对长棘海星幼虫的作用特性及机制尚未明晰, 因此本研究以长棘海星幼虫为研究对象, 将不同状态、不同处理的钙化藻添加到长棘海星短腕中后期幼虫的培养体系中, 通过测定幼虫的存活率和变态率, 探明钙化藻诱导长棘海星幼虫附着变态的特性, 以填补对长棘海星底栖幼体早期阶段的研究空白, 同时为长棘海星幼体的野外溯源工作提供科学指导。
1 材料和方法 1.1 长棘海星幼虫的获取2023年6月从海南琼海周边海域采集长棘海星亲本, 使用1-甲基腺嘌呤对提前采集的长棘海星成体(雌雄各5只)进行体内注射催产, 注射浓度为10−4 mol/L, 每只海星注射量为1 mL。分别收集精子和卵子, 并按100∶1的精卵比进行体外受精。使用300目筛网收集受精卵, 用天然过滤海水按1个/mL的密度进行培养, 待受精卵发育至原肠胚后, 按0.1个/mL的密度通气培养, 培养水体为800 L, 盐度为30.5±0.9, 温度为28±0.5 ℃。每天使用牟氏角毛藻(Chaetoceros meülleri)进行喂养, 喂养终细胞密度为12 000个/mL, 在培养期间每隔1 d换1半水体, 通过显微镜下观察幼虫的发育状态, 以发育至短腕中后期的长棘海星幼虫为试验对象。
1.2 钙化藻和其他基质的采集和准备本研究中使用的钙化藻均特指孔石藻(Porolithon onkodes)(图 1)。下面各组别设置的简称参考表 1。
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| 图 1 孔石藻的不同状态和组分 Fig. 1 Different states and components of Porolithon onkodes |
| 处理方式 | 全称 | 简称 |
| 不同基质 | 健康CCA | H.C |
| 底栖硅藻 | BD | |
| 珊瑚石 | CS | |
| 盖玻片 | CG | |
| 瓷砖 | CT | |
| 天然过滤海水 | FSW | |
| 不同光照 | 光照条件 | L |
| 黑暗条件 | D | |
| 不同状态CCA | 白化CCA | B.C |
| 无白色物质CCA | R.C | |
| 无红色物质CCA | W.C | |
| 灭菌CCA | S.C | |
| 长藻CCA | A.C | |
| 不同面积CCA | 2 cm×2 cm | A1 |
| 1 cm×1 cm | A2 | |
| 7 mm×7 mm | A3 | |
| 5 mm×5 mm | A4 | |
| 3 mm×3 mm | A5 | |
| 1 mm×1 mm | A6 |
钙化藻: 健康CCA和长藻CCA采自三亚鹿回头珊瑚礁区水下2~3 m处。使用天然海水通气流水暂养1周后, 利用手持式电磨机DL6391B将健康CCA切割成2 cm×2 cm、1 cm×1 cm、7 mm×7 mm、5 mm×5 mm、3 mm×3 mm和1 mm×1 mm的大小, 长藻CCA被切割成2 cm×2 cm大小, 再次放入流动的海水中培养3 d后用于试验。长藻CCA的特征是表面褐绿色藻类取代了健康CCA表面原本的红色藻(图 1a)。
底栖硅藻: 将干净的塑料膜绑上2~3颗小石子, 浸没入含有500 L天然海水的培养池中, 并通气培养15~30 d, 光照强度为4 500 lx, 水体温度为28±0.5 ℃。待塑料膜上长满褐色物质(主要为底栖硅藻)时, 将其剪成2 cm×2 cm的大小, 并置于流动海水中继续培养3 d后用于试验。本方法培养出来的塑料膜是一种长有细菌、硅藻和其它多细胞动物等的混合物, 但主要成分为底栖硅藻。
白化CCA: 将采集回来的健康钙化藻置于32 ℃水温中培养一段时间, 待表面红色藻全部发生白化后(图 1a), 切割成2 cm×2 cm的大小, 并重新放回26±0.5 ℃继续培养备用。
灭菌CCA: 将健康CCA置于灭菌锅中, 135 ℃灭菌15 min后, 重新放回灭菌海水中继续培养3 d备用, 每天更换1次海水。
无白色物质CCA: 是指生长于塑料膜上的CCA, 只有一层薄薄的红色藻, 没有健康CCA红色藻下面的白色物质。该基质是提前半年培养, 将健康CCA与干净塑料膜共培养, 大约半年后可看到塑料膜上长满仅有红色物质的CCA。
无红色物质CCA: 使用手持式电磨机将健康CCA表面的红色藻打磨掉, 仅剩下面一层白色物质(图 1b), 放入流动的天然海水中通气培养3 d后备用。
其他基质: 珊瑚石采自三亚鹿回头周边的沙滩上, 挑选1 cm×4 cm大小的珊瑚石并清洗干净后晾干备用。盖玻片和瓷砖均切割成2 cm×2 cm的大小, 并清洗干净备用, 以防有杂质影响实验。
1.3 不同基质条件下长棘海星幼虫的变态反应为测试在不同基质(CCA、底栖硅藻、珊瑚石、盖玻片、瓷砖)下长棘海星幼虫的变态率。使用6孔板开展试验(后续实验也均在6孔板中进行), 每个孔中放入10只短腕中后期幼虫(图 2a)和10 mL天然过滤海水, 并在各孔中加入一块相应的附着基质, 每种基质设置6个重复, 天然过滤海水(Filter sea water, FSW)作为对照组。所有6孔板均放置在26±0.5 ℃下培养, 光照强度300 lx, 光照周期为12 h∶12 h明暗交替。实验期间每隔24 h使用解剖镜观测1次幼虫的存活和变态情况(图 2b—d), 并更换1半海水, 共观测72 h。
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| 图 2 长棘海星幼虫附着变态前后的照片 Fig. 2 Crown-of-thorns starfish (CoTS; Acanthaster spp.) larvae before and after attachment and metamorphosis 注: a: 短腕中后期幼虫, b: 幼虫附着变态在孔石藻正面, c和d: 幼虫附着变态在孔石藻背面 |
为探明光照周期是否会影响CCA对长棘海星幼虫的促变态效果。本节试验设置了光照(12 h∶12 h的明暗交替)和黑暗(72 h黑暗)处理, 每个处理设置6个重复, 每个体系中包含10只短腕中后期幼虫、10 mL天然海水和1块2 cm×2 cm大小的健康CCA。培养温度为26±0.5 ℃, 实验期间指标观测同1.3节。
1.5 不同状态CCA组分对长棘海星幼虫的变态诱导根据1.3节的结果, 为探明CCA发挥诱导作用的主要物质。本节以不同物质形态的CCA为试验基质, 共6个处理, 分别为健康CCA、白化CCA、无白色物质CCA、无红色物质CCA、灭菌CCA、长藻CCA, 各CCA面积大小均为2 cm×2 cm, FSW为对照组, 各组均设置6个重复, 培养温度和实验期间指标的观测均同1.3节。
1.6 不同面积CCA对长棘海星幼虫变态的诱导效果为探明健康CCA最高效的诱导面积, 本节以6种不同面积大小的健康CCA为基质, 分别为2 cm×2 cm、1 cm×1 cm、7 mm×7 mm、5 mm×5 mm、3 mm×3 mm和1 mm×1 mm, FSW为对照组, 各处理设置6个重复, 培养体系含有10只短腕中后期幼虫和10 mL天然过滤海水, 以及1块相应面积大小的CCA, 培养温度和实验期间指标的观测均同1.3节。
1.7 一定面积CCA对不同数量长棘海星幼虫的促变态效果为探明一定面积大小CCA能够诱导幼虫变态的数量, 本节以6种不同数量的幼虫开展实验, 分别为10只、20只、30只、50只、80只、120只, 各组别均设置6个重复。实验在6孔板中进行, 培养体系含有1块1 cm×1 cm的健康CCA、10 mL天然过滤海水, 以及相应数量的长棘海星短腕中后期幼虫, 培养温度和实验期间指标的观测均同1.3节。
1.8 数据分析根据各处理组长棘海星幼虫的情况, 记录了不同时间点幼虫的存活数和变态数。利用excel 2016处理数据, 并根据公式计算各处理组长棘海星幼虫的存活率、浮浪率和变态率: 存活率=(幼虫存活数/初始幼虫数)×100%; 浮浪率=(浮浪幼虫数量/初始幼虫数)×100%; 变态率=(变态幼虫数量/初始幼虫数)×100%。图以各处理组的平均值和标准差呈现。运用SPSS21.0软件对数据进行显著性差异分析, Mann-Whitney U检验用于光照条件和黑暗条件下幼虫变态率之间的差异分析, 单因素方差分析用于符合正态分布和方差齐性的不同数量幼虫变态率之间的差异分析, 其余不符合正态分布和方差齐性的数据进行Kruskal-Wallis H检验。Origin 8.1软件用于图形的绘制, Adobe Illustrator 2020用于图形的排版。
2 结果 2.1 不同基质诱导长棘海星幼虫变态的效果使用5种不同基质诱导长棘海星幼虫的变态, 结果表明, CCA、底栖硅藻和珊瑚石均具有一定的诱导效果。其中, CCA的促变态效果最佳, 它在24 h可诱导90%的幼虫变态, 48 h诱导98.33%的幼虫变态, 72 h幼虫的变态率达到100%, 3个时间点幼虫的变态率均显著高于对照组FSW (图 3, P < 0.05)。而以珊瑚石为基质的幼虫变态率在24 h、48 h和72 h分别为8.33%、26.67%、36.67%, 其在48 h和72 h时幼虫的变态率均显著高于对照组FSW (图 3, P < 0.05)。底栖硅藻在3个时间点诱导海星幼虫变态的效率分别为0、1.67%、8.33%, 均与对照组无显著差异(图 3, P < 0.05)。其余2种基质(盖玻片和瓷砖)与对照组一样, 均对长棘海星幼虫的变态无诱导效果。此外, 在整个实验期间, 各基质诱导下的幼虫存活率均为100%, 表明5种基质对幼虫的存活无显著影响, CCA和珊瑚石在72 h内均可以显著诱导长棘海星幼虫变态, 其中CCA诱导幼虫变态的效果最佳。
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| 图 3 不同基质对长棘海星幼虫变态的诱导 Fig. 3 Induction of CoTS larval metamorphosis by various substrates 注: H.C表示健康CCA; BD表示底栖硅藻; CS表示珊瑚石; CG表示盖玻片; CT表示瓷砖; FSW表示天然过滤海水; 图中不同字母表示变态率具有显著性差异(P < 0.05) |
以CCA为基质, 分别使用明暗交替和全暗条件对长棘海星幼虫的变态过程进行处理。结果表明, 明暗周期下, 长棘海星幼虫在24 h、48 h和72 h的变态率分别为51.67%、71.67%和85%。全暗条件下, 幼虫在3个时间点下的变态率分别为33.33%、75%和93.33%(图 4)。尽管, 48 h和72 h时黑暗条件下幼虫的变态率略高于明暗交替下幼虫的变态率, 但两者在统计学均无显著差异(图 4, P > 0.05)。此外, 两个处理下, 幼虫的存活率也无显著差异, 均为100%。表明72 h的遮光处理并不影响CCA对长棘海星幼虫的促变态效果。
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| 图 4 不同光照条件对CCA诱导长棘海星幼虫变态效果的影响 Fig. 4 Effect of different lighting conditions on crustose coralline algae (CCA)-induced metamorphosis in CoTS larvae 注: L表示光照条件; D表示黑暗条件; 图中不同字母表示变态率具有显著性差异(P < 0.05) |
基于2.1中CCA具有最佳的诱导效果, 为探明CCA在诱导长棘海星幼虫变态过程发挥作用的物质, 使用5种方法对CCA进行了处理。结果表明, 在整个实验过程中, 灭菌CCA组幼虫的变态率与对照组幼虫的变态率均无显著差异, 而其余4组幼虫的变态率在24 h时均显著高于对照组FSW。其中正常CCA组幼虫的变态率在3个时间点均最高, 72 h幼虫的变态率达到100%。其次为白化CCA组, 其幼虫在24 h和48 h的变态率分别为57%和80%, 均显著低于同一时间点下正常CCA组幼虫的变态率(图 5, P < 0.05), 但其幼虫在72 h的变态率也达到100%, 与正常CCA组无显著差异(图 5, P > 0.05)。长藻CCA组幼虫在3个时间点的变态率分别为55%、77%和88%, 与同一时间点下白化CCA组幼虫的变态率均无显著差异, 且其幼虫在72 h的变态率与正常CCA组也无显著差异(图 5, P > 0.05)。无白色物质CCA组幼虫的变态率在24 h时为30%, 略低于无红色物质CCA组幼虫(32%), 但两者无显著差异。随着实验时间的延长, 无红色物质CCA组幼虫的存活率逐渐下降, 在72 h时存活率接近零, 而无白色物质CCA组的幼虫变态率逐渐增加, 在72 h时达到53%, 但仍显著低于正常CCA组幼虫的变态率。该结果表明CCA中发挥诱导的物质可能是一种可以存在于CCA的多种状态下, 但在高温下会失活的物质。
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| 图 5 不同状态CCA对长棘海星幼虫变态的诱导效果 Fig. 5 Effect of the different CCA states on metamorphosis induction in CoTS larvae 注: H.C表示健康CCA; B.C表示白化CCA; R.C表示无白色物质CCA; W.C表示无红色物质CCA; S.C表示灭菌CCA; A.C表示长藻CCA; 图中不同字母表示变态率具有显著性差异(P < 0.05) |
不同大小的CCA会显著影响长棘海星幼虫的变态率。结果表明, 相比对照组FSW, 2 cm⊆2 cm的CCA对长棘海星幼虫的变态具有最佳的诱导效果, 在24 h、48 h和72 h的变态率分别为90%、98%和100%。其次为1 cm⊆1 cm的CCA组, 其幼虫的变态率在24 h和48 h分别为52%和72%, 均显著低于同一时间点下2 cm⊆2 cm的CCA组, 但其幼虫在72 h的变态率与2 cm⊆2 cm的CCA组幼虫的变态率无显著差异。其余组幼虫在2个时间点的变态率均显著低于2 cm⊆2 cm的CCA组, 其中1 mm⊆1 mm的CCA组长棘海星幼虫的变态率最低, 仅为11.67%, 与对照组无显著差异(图 6, P > 0.05)。而3 mm⊆3 mm的CCA组幼虫在72 h的变态率显著高于对照组(图 6, P < 0.05)。该结果表明, 长棘海星幼虫的变态率会随着CCA面积的减少而降低。
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| 图 6 不同面积CCA对长棘海星幼虫变态的诱导效果 Fig. 6 Effect of the different CCA areas on metamorphosis induction in CoTS larvae 注: A1代表 2 cm×2 cm; A2代表 1 cm×1 cm; A3代表 7 mm×7 mm; A4代表 5 mm×5 mm; A5代表 3 mm×3 mm; A6代表 1 mm×1 mm; 图中不同字母表示变态率具有显著性差异(P < 0.05) |
随着培养体系中长棘海星幼虫数量的增加和培养时间的增加, CCA的促变态效果也不断发生变化。结果表明, 24 h时各组幼虫的变态率均显著高于对照组, 但各组之间均无显著差异(图 7, P > 0.05), 但随着培养时间变长, 各组之间幼虫的变态率逐渐显示出差异。在72 h时, 当幼虫的数量范围为30~ 120只时, 其幼虫的变态率接近100%, 均显著高于20只(88%)和10只组别(85%)(图 7, P < 0.05)。表明当存在适宜的附着底质时, 在足够的培育时间内, 长棘海星幼虫变态率会随着培养体系中幼虫的数量而增加。
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| 图 7 一定面积CCA对不同数量长棘海星幼虫的促变态效果 Fig. 7 Effect of CCA on metamorphosis in varying numbers of CoTS larvae 注: 图中不同字母表示变态率具有显著性差异(P < 0.05) |
大多数海洋无脊椎动物都有复杂的生活史, 其新生的幼虫会经历一段时间的浮游期, 而后通过附着变态为底栖幼体, 完成种群新个体的补充。在这一过程中, 幼虫的附着变态是最关键的一步, 其成功主要依赖于幼虫是否能寻找到合适的附着基质完成变态。研究表明, 钙化藻可以诱导多种无脊椎动物幼虫发生附着变态[23-24]。然而目前关于钙化藻对长棘海星幼虫附着变态的影响知之甚少。本研究通过对钙化藻进行不同处理, 并结合不同培养条件, 探明了钙化藻对长棘海星幼虫附着变态的诱导特性, 这将进一步推动长棘海星的基础生物学研究, 为长棘海星种群暴发新型防控手段的开发奠定理论基础。
3.1 CCA诱导长棘海星幼虫附着变态的效果不同基质对海洋无脊椎动物幼虫的附着变态具有不同的诱导效果。研究表明, 钙化藻、瓷砖、珊瑚碎石和培养皿等均可以诱导珊瑚幼虫的附着变态[25], 但在众多基质中, 钙化藻的诱导效果最佳。例如, Lei等[26]发现钙化藻中的布氏水石藻Hydrolithon reinboldii可以在24 h内诱导75%的多孔鹿角珊瑚Acropora millepora幼虫发生附着变态, 而以瓷砖为附着基的珊瑚幼虫附着变态率仅为35%。在本研究中也发现类似的结果, 相比对照组FSW, 底栖硅藻、珊瑚石和钙化藻对长棘海星幼虫的附着变态均具有一定的诱导效果, 但在72 h时仅有以钙化藻为基质的长棘海星幼虫全部完成附着变态, 而盖玻片和瓷砖几乎没有诱导效果, 表明这种诱导信号主要来自钙化藻, 可能是钙化藻所释放出来的活性物质, 或是其共附生细菌为长棘海星幼虫提供了信号, 从而诱导其发生附着变态[20, 27-28]。提示在未来长棘海星幼体的野外调查工作中, 以钙化藻分布区域为靶向定位长棘海星幼体将可以极大降低目前无法找寻幼体的难度, 并为将来开发针对长棘海星底栖幼体的防控技术提供可能。
3.2 CCA诱导长棘海星幼虫附着变态的诱导物质来源Johnson等[20]首次证明CCA对海洋无脊椎动物幼虫的诱导是由藻类表面的细菌和藻类本身的物质协同介导。其研究利用抗生素处理皮壳状珊瑚藻Lithothamnium pseudosorum后, 发现珊瑚藻共附生细菌种群减少, 长棘海星幼虫的附着变态也受到抑制, 表明细菌在幼虫的附着变态中发挥了作用, 然而将共附生细菌从藻类化合物中分离出来时, 这些细菌并不能发挥诱导效果, 表明它们可能需要藻类的底物来产生诱导剂。但截止目前, 对这种藻类底物的认识完全不清楚。在本研究中, 发现灭菌CCA同天然海水一样, 不具有诱导效果, 其余处理组在24 h时长棘海星幼虫的变态率均显著高于对照组, 表明诱导因子与CCA表面的物理特性无关, 而是一种经过灭菌后会失活的物质。其次, 本研究中无论白化、长藻CCA, 还是无红色物质CCA或无白色物质CCA均具有一定的诱导效果, 表明这种诱导物质可以存在于CCA的多种状态下, 这进一步加深了对CCA中诱导物质的认识。无白色物质CCA组幼虫的变态率显著低于健康CCA组, 表明CCA中的白色物质在诱导过程中发挥了重要作用。CCA的白色物质成分主要为碳酸钙[29]。已有研究表明, 钙离子可以影响生物被膜膜厚或密度[30], 进一步的实验也发现生物膜中分离的特定细菌能够改变幼虫的行为[24, 31-32], 例如Negri等[33]从孔石藻Hydrolithon onkodes(别名为P. onkodes)中分离到的一株假交替单胞菌属菌株A3能够诱导鹿角珊瑚幼虫和多孔鹿角珊瑚幼虫发生显著的变态, 但其只有与珊瑚骨架都存在的情况下, 珊瑚幼虫才能完全发生附着变态, 这表明钙质基质可能在A3菌株合成诱变剂的过程中起作用。因此, 在未来的研究中, 需进一步挖掘钙化藻诱导长棘海星附着变态的诱导物质及其作用机制。
3.3 CCA诱导长棘海星幼虫附着变态的影响因素已有研究表明, 在半黑暗半光照条件下的刺参幼体生长会更快, 在全光照的条件下生长最慢, 全黑暗环境对幼体生长也具有一定的影响[34]。同样地, 在刺参变态期间, 较弱的光照强度和一定的光照时间才能保证有较高的变态率[35]。但本研究中, 发现在48 h和72 h时, 黑暗条件下CCA诱导幼虫的变态率虽略高于光照CCA组, 但在统计学上不具有显著性差异, 表明CCA对长棘海星幼虫的促变态效果不会受到光照周期的影响, 这可能是长棘海星幼虫在变态过程中的避光行为。已有的研究以及本研究试验中均发现, 长棘海星幼虫喜欢附着变态在钙化藻的背面(即背光面)(图 2c)[28]。这种避光行为有助于幼体早期阶段的存活, 避免被捕食者捕食。本研究结果还发现, CCA的面积大小会影响其对长棘海星幼虫的促变态率。随着附着基质CCA面积的增大, 幼虫的变态率也显著提高, 这可能是因为更大面积的CCA为幼虫提供了更多的诱导信号亦或是更大的生存空间。而且在一定幼虫数量下, 更大的基质面积也能够减少资源竞争, 允许更多幼虫个体附着变态。此外, 在CCA面积一定的情况下, 培养体系中不同长棘海星幼虫的数量也会影响幼虫自身的变态率, 30~120只幼虫的变态率均显著高于10~20只, 这与前人研究结果类似。Suzuki等[36]重点研究了不同幼虫密度与幼虫变态数量和存活数量之间的关系, 对低、中、高3种不同幼虫密度的比较, 表明变态幼虫数量与幼虫密度成正比, 推测通过幼虫的供给量来控制幼虫密度是可能的。尽管本研究结果未证明幼虫数量与幼虫变态率之间的正相关性, 但已有结果揭示幼虫的数量可能对幼虫自身的变态具有一定积极的影响。但值得注意的是, 过高的密度可能会导致幼体存活率的下降[37], 可能是由于空间资源环境有限, 导致幼体之间发生竞争, 是一种有利的生存选择权衡。总的来说, 过高或过低的密度都可能对种群补充贡献不大[38]。
4 结论本研究初步探明了钙化藻中的孔石藻P. onkodes对长棘海星幼虫附着变态的诱导特性。相比底栖硅藻、珊瑚石、盖玻片和瓷砖等附着基质, 钙化藻对长棘海星的促变态效果最佳, 在72 h内可以诱导100%的长棘海星幼虫附着变态。钙化藻的这种诱导能力不受光照周期的影响, 随钙化藻自身面积的增大呈现增加趋势, 且可能是由一种经过灭菌后会失活的物质发挥作用。此外, 当存在适宜的附着底质时, 长棘海星幼虫的变态率会随着培养体系中自身幼虫数量的增加而提高。本研究结果表明钙化藻在长棘海星早期生活史中扮演着非常重要的角色, 可为长棘海星幼体的野外溯源工作提供科学指导, 为深入解析长棘海星种群新个体的补充机制奠定基础。本研究结果也提示钙化藻的功能作用可能不仅仅局限于目前所认识的, 未来的研究应重点关注珊瑚礁区中能够促进长棘海星幼虫附着变态的关键钙化藻种类及其作用机制, 并通过野外调查试验进行验证, 为长棘海星幼体防控技术的开发提供科学基础和理论依据。
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