2025, Vol. 49
文章信息
- 秦琪姝, 董波, 杨立昆. 2025.
- QIN Qishu, DONG Bo, YANG Likun. 2025.
- 海洋无脊椎动物幼虫附着变态的化学感知研究进展
- Chemical sensing during substrate attachment and metamorphosis in marine invertebrate larvae
- 海洋科学, 49(5): 82-95
- Marine Sciences, 49(5): 82-95.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20250210001
-
文章历史
- 收稿日期：2025-02-10
- 修回日期：2025-05-28
2. 中国海洋大学 海洋生物遗传学与育种教育部重点实验室, 山东 青岛 266003
2. Institute of Evolution Marine Biodiversity, Ocean University of China, Qingdao 266003, China
绝大多数海洋无脊椎动物具有两种形态差异较大的生活史阶段: 可自由游动的幼虫阶段和底栖或固着生活的成体阶段。附着变态(Settlement and metamorphosis)是实现幼虫向成体转变的关键发育过程, 这一过程受到外界环境因子的调控及影响[1]。在众多环境因子中, 化学因子种类繁多且分布广泛, 是影响海洋无脊椎动物幼虫附着变态的重要因素。许多海洋无脊椎动物幼虫具有感知特定化学物质的能力, 通过感知不同环境化学信号, 幼虫选择附着环境, 完成变态发育, 实现个体生长与种群的扩张。
开展海洋无脊椎动物的化学感知研究具有重要意义, 不仅可揭示海洋生物在复杂海洋环境中的感知与行为调控机制, 还能深化对种群互动和生态系统动态过程的理解。研究结果可为水产养殖中关键技术优化(如附着变态诱导)、海洋生态修复以及生物多样性保护提供科学依据, 同时也可评估环境变化对海洋生物的影响, 为海洋管理政策的制定提供参考。
1 附着变态是决定海洋无脊椎动物环境适应性的重要环节许多海洋无脊椎动物在生活史中经历附着变态, 如多孔动物门的海绵[2]、苔藓动物门的苔藓虫[3]、棘皮动物门的海星[4]和海胆[5]、节肢动物门的藤壶[6]、脊索动物门的海鞘[7]以及软体动物门的牡蛎[8]和贻贝[9]等。这些物种广泛分布于全球海洋, 覆盖从浅海到深海的各种生态环境, 根据生活习性可分为底栖生物和浮游生物。
底栖无脊椎动物栖息于海底, 分布区域从潮间带到深海海沟, 浮游无脊椎动物则漂浮于水体中, 分布范围从水体表层到底层, 其分布受环境因素的影响[10]。多种浮游动物在分布上具有环境特异性, 这种特异性分布是幼虫通过感知外界环境线索后做出相应行为选择的结果[11]。幼虫在此阶段通常具备发达的感知系统, 能够对各种环境因子做出不同的行为反应, 如趋近、逃避、加速或延缓变态过程等。这种行为选择对于提升成体存活率、繁殖后代以及扩展种群数量至关重要。
随着附着变态行为发生, 海洋无脊椎动物能够更好地适应底栖生态系统, 并与周围环境中的其他生物进行互动。通过这一过程, 它们不仅能够调整生理和行为特性, 还能适应水流[12]、温度[13]、盐度[14]等多种环境因素。研究表明, 附着变态不仅有助于个体的生长和繁殖, 还对种群的长期续存和演化起到了重要作用[15]。
2 海洋无脊椎动物幼虫具有变态感受态期海洋无脊椎动物的附着变态与陆地生物(昆虫和两栖类)的附着变态存在显著差异[16]。对于昆虫和两栖动物而言, 变态过程通常较为缓慢。在此期间, 幼虫需要进行新基因的表达, 并受到激素调控, 才可能具备变态能力, 其中关键的限速因素是体内相关蛋白质的积累。然而, 海洋无脊椎动物幼虫的变态通常是一个快速过程。Hadfield等[17]提出的“变态感受态(metamorphic competence)”理论认为, 海洋无脊椎动物的变态过程不依赖于新基因的表达和激素调控, 而是幼虫体内早已具备可变态的条件。当外部环境出现适宜的信号时, 幼虫便能迅速完成附着和变态过程。因此, 外部环境信号在诱导幼虫附着行为和变态过程中发挥着至关重要的作用。
基于这一理论, Bishop等[18]进一步提出了幼虫命运的3种假设, 并强调了环境因素在其中的重要性(图 1)。1)绝望幼虫假说(desperate larva hypothesis): 随着卵黄营养的逐渐消耗, 幼虫对外界环境信号的感知能力逐步下降。在这种情况下, 即使缺乏合适的环境信号, 幼虫仍会最终进入到最终的变态阶段, 表现出对环境因素适应性的减弱。2)可变保留假说(variable retention hypothesis): 幼虫不仅依赖卵黄中的营养来维持生命, 还能够从外部环境中获取额外的营养。然而, 随着时间的推移, 幼虫对环境信号的判断和选择能力会逐渐下降。当外界信号不足时, 幼虫最终会在缺乏环境信号诱导的情况下发生“自发性”变态。3)宁死不屈假说(death before dishonor hypothesis): 在缺乏足够的环境信号时, 幼虫会始终保持浮游状态, 直至死亡。该假说强调了环境信号的缺失对幼虫命运的决定性影响, 且幼虫在无法感知或适应环境变化时, 宁愿死亡也不主动进行变态[18]。
大部分海洋无脊椎动物都存在“感受态幼虫” (competent larvae)现象。研究表明, 海洋无脊椎动物的附着过程受到环境因素的强烈影响, 包括化学、物理和生物因素[19]。相比于其他类型的信号分子, 化学信号与食物链和生物关系息息相关, 包括同种生物释放的信息素、来源于猎物与天敌的化学物质、微生物及微生物膜中的化学信号。这些假说共同强调了环境因素对幼虫命运的关键作用, 表明在不同的生态环境中, 幼虫的生长发育过程会受到外界环境因素的显著影响。
3 化学线索对幼虫附着变态的重要作用 3.1 海洋无脊椎动物化学感知研究总体情况脊椎动物感知外界化学信号依靠嗅觉和味觉[20], 其感知系统(受体及感觉神经元)及感知信号的神经传导路径与相关行为学研究受到广泛关注。
嗅觉受体基因家族(olfactory receptors, ORs)由Buck等[21]首次发现, 属于G蛋白偶联受体(GPCR), 可通过“组合编码”激活多个嗅觉受体。嗅觉受体的种类和数量在不同物种中存在显著差异, 与其生态习性和嗅觉需求相适应, 且OR基因在物种间具有快速进化的特点。味觉受体方面, Adler等[22]发现了T1Rs和T2Rs, 前者感知甜味和鲜味, 后者感知苦味, 这些受体帮助动物选择食物并避免有毒物质。不同物种间的味觉受体差异与环境适应有关。
与脊椎动物相比, 无脊椎动物的化学感知受体展现出了不同的特点, 其感知系统在进化过程中具有多样性和独特性。无脊椎动物的化学感知系统主要由嗅觉、味觉和其他化学感知途径组成。它们通过感知空气或水中的化学分子来获取环境信息, 从而指导行为[23]。陆生无脊椎动作中, 昆虫的研究较为全面, 它们通过触角上的嗅觉感受器(ORNs)感知环境中的化学信号。研究表明, 昆虫的嗅觉受体家族具有高度的特异性和灵活性, 能够适应复杂的环境变化[24]。
关于海洋无脊椎动物化学感知的研究大多集中于成体。海绵(Poriferan)是最早分化的多细胞动物, 尽管缺乏成熟的神经系统和神经元, 但对其基因组分析结果显示含有与神经元相关的基因[25]。海绵能感知化学物质并通过水流调控和体壁收缩响应环境刺激。金属离子(如钾、钠、镁)和氨基酸(如谷氨酸)可影响海绵的体壁收缩。海绵的出水口和纤毛是感知环境刺激的主要器官, 这些结构受到损伤后, 其体壁收缩运动受显著影响。栉水母也能通过化学物质调控其行为, 捕食者和被捕食者的化学物质互相影响, 有助于定位猎物和避免天敌。栉水母的唇部上皮存在化学感受器细胞, 可响应物理和化学刺激[26]。
在甲壳类动物中, 化学信号在各生命阶段发挥着重要作用, 如雄性太平洋蟹能够感知雌性产生的化学信号并产生求偶行为[27]。甲壳类动物的行为(如幼虫附着、配偶寻找)多由化学信号诱导。其化学感受器分布在触角、触角节和口器, 分为感知化学和机械刺激的感受器以及执行嗅觉功能的感受器[28]。头足类动物的行为同样受化学信号调控, 章鱼通过化学信号识别食物和同类, 躲避捕食者并选择配偶[29]。其化学感受器广泛分布于口、触腕吸盘和体表[30]。嗅觉受体基因决定了头足类不同的捕食策略, 章鱼和鱿鱼的化学触觉受体(CR)均与乙酰胆碱受体同源, 但由于配体结合口袋中关键位点上氨基酸的不同, 导致受体在结构上存在差异[31]。鱿鱼的CR保留了较为原始的芳香笼结构, 能够结合可溶性物质, 从而实现无接触的主动捕食; 而章鱼的CR则进化出了能够结合不溶性物质的疏水性结合口袋, 这使得章鱼的捕食策略为接触后选择[32]。这一发现表明, 不同的嗅觉受体基因决定了不同的捕食策略。
综合多种生物中的研究结果, 经典的化学感知途径大致可分为3个层次(图 2): 首先是信号的检测与感知, 动物通过分布在身体表面的专门感受器(如化学感受器官或感觉细胞)识别环境中的化学信号, 这些感受器通常对特定分子具有高度的特异性[33]。其次是信号的转导和神经调控, 感受器将化学信号转化为细胞内的生化信号, 通过激活分子信号通路(如G蛋白偶联受体通路、离子通道或其他受体机制), 引发细胞内的信号放大和级联反应[34]。化学信号随后通过神经元传递到中枢神经系统, 在此进行整合及处理, 根据信号的特性和强度, 动物会产生相应的行为反应。最后是行为或生理响应的触发, 化学感知系统引发具体的行为或生理响应, 如趋向信号源(趋化性)、附着变态、觅食或逃避、生殖行为[35]。这些反应通常具有高度的时间和空间特异性, 确保动物能够适应环境变化。
 |
| 图 2 经典的化学感知过程示意图(图片制作于BioRender.com) Fig. 2 Schematic diagram elucidating the classic chemical sensing process (Figure was created with BioRender.com) |
然而, 针对海洋无脊椎动物幼虫化学感知的研究相对较少, 且大多数研究仅聚焦于化学感知的某一个层次, 如仅提出特定化学物质能够影响幼虫行为, 影响附着变态过程的现象, 而对其中的感知机制和信号传导通路等方面未进行深入探讨[36-37]。研究的难点在于海洋无脊椎动物幼虫形态差异较大, 可能不具有相同的化学感知器官; 此外, 化学感知受体类型尚不明确, 无脊椎动物中受体类型可能与脊椎动物有较大差异[38]; 幼虫神经系统较为复杂, 且关于其内部信号通路的研究较少[39]。
海洋无脊椎动物幼虫化学感知研究多集中于经济贝类如牡蛎、贻贝, 污损生物如海鞘和藤壶, 以及珊瑚等关键生物类群。这些研究应用了生物化学、分子生物学、遗传学等实验方法并结合组学等生物信息学方法, 在一定程度上揭示了幼虫化学感知系统的基本特征, 为深入理解化学信号诱导海洋无脊椎动物幼虫附着变态的机制提供了重要参考。
3.2 藤壶幼虫的化学感知藤壶作为典型的污损生物, 会附着在船舶底部、养殖设施以及海洋管道等表面, 导致船运成本增加、仪器损坏等问题[40]。为了应对藤壶的附着, 目前常见的防治措施包括在海上使用防污涂层、定期人工清理以及电流法防污等[41]。这些方法虽可有效清除藤壶, 但对海洋环境及生物造成一定负面影响。因此, 深入了解藤壶的附着变态过程及其影响因素, 对于开发特异性针对这一过程的环境友好型防污技术至关重要。
目前, 关于藤壶化学感知的研究主要集中在藤壶接受外界刺激后体内的信号转导过程。藤壶幼虫的附着过程中涉及多种信号的接收与转导。已有研究表明, 多种化学刺激和机械刺激可对藤壶的附着过程产生显著影响, 这些刺激通过调控体内多条信号通路影响藤壶的生活史并影响其最终分布。
有学者通过对藤壶幼虫附着变态过程中的转录组数据进行比较分析, 发现了多个重要信号通路的差异调控基因, 包括受体酪氨酸激酶、激素受体和Wnt信号相关基因等[42]。围绕这些信号通路, 该团队进一步筛选并验证了Cub-丝氨酸蛋白酶, 认为其可能是藤壶幼虫感知外界化学信号并进行附着活动的重要蛋白, 并通过对藤壶幼虫附着变态过程中的定量蛋白质组学分析, 也发现Cub-丝氨酸蛋白酶在附着过程中表达量显著上调[43]。Han等[44]使用防附着化合物Meleagrin处理藤壶幼虫时, 发现该化合物可以调节Cub-丝氨酸蛋白酶的蛋白表达。
外界化学物质通过影响藤壶幼虫体内的信号通路, 进一步影响附着变态过程。通过研究藤壶幼虫的附着过程, 成功纯化了一种可诱导幼虫附着变态的蛋白复合物(SIPC), 并发现甘露糖结合凝集素(LCA)能够与SIPC结合, 两者结合后, 会抑制幼虫的附着变态。该研究表明, 藤壶幼虫体内的甘露糖受体蛋白可能通过感知和识别SIPC, 从而调控附着变态过程[45]。
藤壶的附着过程不仅受到周围菌群的影响, 同时反过来影响周围菌群的动态。Essock-Burns等[46]通过使用荧光染料染色研究了藤壶附着不同阶段时其接触基质上的细菌种群变化, 研究结果表明, 藤壶幼虫附着过程中, 附着基质上的细菌数量和种类发生了显著变化。对此, 研究者提出了两种可能的解释: 一方面, 幼虫附着过程中可能会分泌抗菌剂到接触基质上; 另一方面, 抗菌物质可能是幼虫感知到外界微生物后被激活产生, 并储存在角质层中, 之后释放出来。之前的研究表明这种机制同样存在于甲壳类动物中[47]。
综上所述, 藤壶的附着过程受外界化学物质及微生物的调控, 涉及复杂的信号传导和菌群交互作用, 这为设计新的防污策略提供了重要研究线索。
3.3 贻贝幼虫的化学感知贻贝是我国重要的海水养殖贝类, 在人工育苗过程中, 处于附着变态阶段的幼虫常常因无法完成变态而大量死亡, 造成严重的经济损失[48]。因此, 附苗技术成为贻贝人工育苗的关键难题之一。为了解决这一问题, 科学家们对影响贻贝附着过程的多种因素进行了研究。然而, 目前相关研究主要集中于影响贻贝附着变态的小分子物质, 而对于其内部生理过程的探讨则较为有限。
研究表明, 多种经典的化学诱导物如神经递质能够影响贻贝幼虫的附着变态过程, 其中乙酰胆碱的诱导效果最佳[49]。杨金龙等[50]围绕乙酰胆碱这一重要神经递质, 开展了药理学实验, 探讨了其在贻贝幼虫附着变态中的作用。实验结果表明, 乙酰胆碱能够有效诱导贻贝幼虫的变态反应。研究者还对乙酰胆碱的衍生物进行了进一步实验, 其中胆碱受体激动剂——氯甲酰胆碱, 能够诱导幼虫附着变态且不引起幼虫死亡。在胆碱拮抗剂实验中, M胆碱受体拮抗剂——阿托品能够有效抑制幼虫变态, 而N胆碱受体拮抗剂——六甲双铵则没有此效应, 表明M胆碱受体和N胆碱受体在贻贝幼虫附着中的功能可能存在差异。
此外, Liang等[51]通过实验研究了Gpp[NH]p、咪康唑、硝基咪唑等神经药物对贻贝幼虫变态的诱导作用, 并进一步探讨了G蛋白及腺苷酸环化酶/cAMP通路在这一过程中可能发挥的作用。结果表明, G蛋白偶联受体和腺苷酸环化酶/cAMP信号转导可能在贻贝幼虫变态中起到关键作用。有学者探讨了多种金属离子对贻贝幼虫附着变态的影响, 得出结论钾离子(K+)的诱导效果最佳[52], 其内在机制可能与钾离子电压门控通道蛋白有关[53]。
生物膜同样对贻贝幼虫的附着变态过程产生影响。早在上世纪, 生物膜在幼虫附着中的重要作用已被报道[54]。随后, 研究表明同种细菌的不同菌株之间的微小差异是诱导幼虫变态的关键因素[55]。假交替单胞菌(Pseudoalteromonas)生物膜中的一些代谢产物, 可诱导贻贝幼虫附着[56]。Hu等[57]通过一系列实验研究表明, cdgB基因缺失会导致c-di-GMP水平升高, 进而降低细菌活力并增强生物膜的形成能力。更重要的是, cdgB基因缺失显著增强了生物膜诱导幼虫附着和变态的能力。研究结果表明, 细菌c-di-GMP信号基因通过外膜囊泡和脂多糖影响贻贝幼虫的变态过程。
综上所述, 贻贝幼虫的附着变态过程受到多种内外部因素的调控, 尤其是化学信号和生物膜的作用。通过进一步探索这些影响因素及其机制, 有望为贻贝的人工育苗提供更加有效的技术支持。
3.4 海鞘幼虫的化学感知海鞘是无脊椎动物向脊椎动物过渡的尾索动物亚门中的代表生物[58], 也是海洋航运和近岸海水养殖中的典型污损生物[59]。其幼虫阶段具有较为完备的神经系统, 能够对光信号、重力和机械刺激等多种外界信号做出反应。而成体海鞘则以附着生活为主, 采用滤食方式, 神经系统逐渐退化, 外界刺激不再引起复杂的响应和生理活动[60]。研究海鞘附着变态及其影响因素有助于解决海鞘引起的污损问题。
而通过对多种动物基因组的系统发育分析发现[61], 在以海鞘为代表的尾索动物缺失嗅觉受体(ORs), 但多种化学物质可影响海鞘幼虫附着变态。研究表明, 海鞘幼虫对水中化学物质具有高度敏感性, 这些化学信号可显著调控其附着行为与变态过程。Green等[62]发现, 海绵代谢物通过刺激海鞘幼虫的附着行为但抑制变态, 揭示了海洋化学信号的双重作用。研究表明, 甲状腺激素可促进海鞘幼虫变态, 去甲肾上腺素和肾上腺素通过肾上腺素能受体触发变态[63-64]。金属离子中铜离子可影响海鞘幼虫变态过程, 低浓度时可延缓变态, 高浓度铜则抑制变态的发生[65]。
目前关于海鞘化学感知的研究主要集中在揭示其感知外界刺激的器官。海鞘胚胎和浮游幼虫的头部由多种神经元汇集形成感觉囊泡, 内含眼点和耳石两个感觉器官, 能够感知环境刺激[66]。海鞘的感觉囊泡与脊椎动物的大脑同源, 因此, 海鞘可作为研究神经系统发生与功能的重要模型。附着过程依赖于头部的乳突器官, 通过电子显微镜技术建立了乳突结构与神经系统其他部分之间的连通性[67]。乳突结构位于海鞘幼虫前部, 由三联体突起组成, 每个突起包含4个外侧初级感觉神经元(primary sensory neuron, PSN)、4个轴向柱状细胞(axial columnar cell, ACC)和12个中央胶质细胞(central collocyte, CC)。其中, PSN的轴突与吻干表皮神经元(rostral trunk epidermal neuron, RTEN)连接, 后者负责向脑泡发送信号。
Hoyer等[68]进一步探索了化学感知所依赖的神经元。实验结果表明, 海鞘幼虫乳突中的ACC和PSN神经元能够感知外界的物理和化学信号, 而ATEN和RTEN分别负责接收刺激和传递加工信号。抑制这些神经元会导致海鞘幼虫的附着变态率降低。ATEN神经元响应可溶性和难溶性化学线索, 这些结果可帮助海鞘幼虫判断基质是否适合进行附着和变态。
综上所述, 海鞘的附着变态过程涉及复杂的神经调控和化学感知机制, 对外界物理和化学信号的感知对于其附着行为至关重要。这些研究不仅揭示了海鞘附着变态的生理机制, 也为防治海鞘污损提供了潜在的研究方向。
3.5 牡蛎幼虫的化学感知牡蛎因其食物链较短、生长速度快和经济价值高, 成为世界大多数沿海地区重要的渔业资源[69]。牡蛎的繁殖方式主要有两种: 一种是幼生型, 亲贝在性成熟后将精子和卵子排入鳃腔内完成受精, 发育至面盘幼虫后离开母体, 随后固着变态成稚贝; 另一种为卵生型, 大多数牡蛎属于此类, 亲贝将精子和卵子排放至体外完成受精, 幼虫在海水中游动一段时间后固着变态成稚贝, 整个生活史在海水中度过[70]。
牡蛎幼虫的附着变态过程受多种化学物质的影响。Turne等[71]发现, 来自成年牡蛎及附生生物的化学物质显著增强了牡蛎幼虫的附着变态反应, 幼虫对这些信号表现出较强的偏好。实验表明, 水流和水溶性化学信号能够显著影响牡蛎幼虫的附着变态。成年牡蛎释放于水中的化学信号可诱导幼虫附着, 且这种化学信号可能不仅是物种特异的, 还可以通过近缘种牡蛎的化学信号起到相似的作用[72]。
通过研究多种经典神经递质对牡蛎幼虫附着变态的影响, 发现γ-氨基丁酸(GABA)可促进珍珠牡蛎(Pinctada margaritifera)幼虫在塑料丝上的附着; 3, 4-二羟基苯丙氨酸(DOPA)、去甲肾上腺素和肾上腺素则可促进欧洲牡蛎(Ostrea edulis L.)幼虫的附着[73-74]。氨基酸可影响牡蛎幼虫附着变态, 谷氨酸能有效诱导牡蛎幼虫附着, 并促进眼点等神经结构的发育, 是太平洋牡蛎幼虫附着变态的有效化学信号[75]。
Sedanza等[76]利用来自成年牡蛎的同种化学信号(如分泌物)诱导幼虫附着变态, 分析了幼虫的生理状态和基因表达变化。通过比较幼虫暴露于同种线索之前和之后的转录组, 揭示了化学信号如何调控幼虫的基因表达。差异基因分析结果表明, 牡蛎贝壳的形成与基因调控网络密切相关, 该网络可能涉及多种激素受体、神经递质和神经肽受体的相互作用, 这些受体以协同的方式共同作用, 诱导多种线索介导的幼虫附着。这表明牡蛎幼虫能够有效响应环境中的化学信号, 从而选择合适的附着变态基质。
这些研究为我们深入理解牡蛎幼虫如何感知并响应环境中的化学信号, 进而选择适宜的附着基质提供了重要的线索。
3.6 珊瑚幼虫的化学感知珊瑚属刺胞动物门珊瑚虫纲, 是后生动物类群中最原始的类群之一[77]。珊瑚礁是以珊瑚为核心骨架, 结合造礁珊瑚的石灰质遗骸和石灰质藻类积累形成的礁石。尽管珊瑚礁在全球海洋中占地面积不足0.25%, 却是多种海洋生物的栖息地, 支撑着约30%的海洋物种[78]。
珊瑚对环境条件要求较高, 只有在适宜的环境下才能生长和繁殖[79]。珊瑚的繁殖方式包括有性繁殖和无性繁殖。无性繁殖方式包括出芽、开裂、组织碎片脱落等, 能够在珊瑚生命的各个阶段发生, 并最终形成独立个体。通过有性繁殖, 珊瑚的生殖腺产生卵子和精子, 受精后形成浮浪幼虫, 幼虫能感知微小的附着线索, 积极探索适合的底栖环境进行附着。附着后, 幼虫将发育为水螅体[80]。研究发现, 珊瑚幼虫具有高度选择性反应, 甚至在次优栖息地时会延迟或避免附着[81]。
珊瑚藻(CCA)是影响珊瑚幼虫附着的重要因素。研究表明, 诱导珊瑚幼虫附着的关键因素是CCA表面的生物膜[82]。该结论在2012年和2016年再次被验证[83-84]。CCA产生的特定化合物同样会影响幼虫的附着变态行为。进一步通过化学分析和微生物群落分析确认, 某些CCA(如Titanoderma prototypum)的甘油脂和甜菜碱脂对幼虫的附着具有重要的吸引作用[85]。深入研究CCA中的代谢产物和微生物对幼虫附着的影响后, 提出了代谢产物直接诱导定附着, 而微生物则通过调节代谢产物的效果提高附着效率的结论[86]。
现有研究多聚焦于化学信号和微生物在珊瑚幼虫附着变态中的作用, 强调这些生态互作在珊瑚礁恢复和保护中的潜在意义。然而, 幼虫对化学信号的感知机制尚未得到充分探索。
综上所述, 目前有关海洋无脊椎动物化学感知的研究尚未能够全面整合环境线索的识别、体内受体的结合及其信号传导过程与最终行为输出之间的关系。这一缺失可能源于多个方面的挑战。首先, 海洋环境本身的复杂性和多样性使得环境线索种类繁多, 且这些线索的筛选和分析过程极具困难。其次, 海洋无脊椎动物的幼虫体型较小, 这使得在实验中进行精细的神经系统研究成为一项技术性难题。再者, 幼虫的神经系统相对较为复杂, 且目前对其信号传导和神经回路的了解仍然有限。此外, 幼虫表现出的行为类型丰富, 涉及趋向性、觅食、附着等多种生理过程, 使得对行为反应的解读更加困难。因此, 要全面了解环境感知、信号传导及行为输出之间的内在联系, 仍需要克服上述技术与理论上的诸多障碍。
4 海洋无脊椎动物幼虫化学感知研究的前沿技术和未来方向在多种海洋无脊椎动物中, 海鞘幼虫可作为研究化学感知诱导附着变态的理想模式物种。海鞘胚胎发育过程清晰、谱系明确, 且其体内结构透明, 便于观察。海鞘的神经系统得到了深入研究, 其展示了复杂的神经递质特性, 包括多巴胺、5-羟色胺、谷氨酸、GABA等, 部分肽类基因在感觉囊泡腹侧表达与脊椎动物下丘脑同源。Kolar等[87]通过钙成像研究揭示了神经元与周围细胞的相互作用, 为海鞘神经系统的工作原理提供了数据。有关海鞘神经系统的研究显示, 其幼虫神经展示明显的不对称特征[88], 背腹神经元分布不对称, 与行为控制密切相的关[89]。
研究发现, 海鞘幼虫具有多种运动行为, 如游动、转向、停顿等, 通过高通量视频采集与生物胺信号的药理学扰动研究了海鞘幼虫的运动动力学, 揭示了神经调节物质如何塑造其行为模式。幼虫行为由神经调节物质(如多巴胺、五羟色胺)调控, 调整神经网络的兴奋性和抑制性。多巴胺主要调节运动活性和游泳模式, 而五羟色胺则细化运动模式, 尤其在反应性行为中发挥重要作用[90]。
海鞘的这些研究成果使其成为了解神经发育、行为控制和神经网络功能的重要工具。近年来, 海鞘中的神经生物学技术得到了迅速发展, 尤其是在基因编辑、钙成像和化学遗传学方面, 极大地推动了对其感知系统的理解。
4.1 电穿孔与基因编辑技术的广泛应用电穿孔技术通过短暂的高电场脉冲使细胞膜形成可逆性孔隙, 从而增加其通透性, 允许外界物质(如DNA、药物等)进入细胞(图 3a)。该技术最早于1982年由Neumann等[91]应用于哺乳动物细胞, 之后被广泛应用于动植物[92]和微生物基因工程中[93]。随着电穿孔设备的进步, 技术逐渐扩展到基因转导、药物递送、癌症电化学疗法等领域, 成为基因治疗和临床研究中的重要工具。早在1997年, Corbo等[94]首次将电穿孔技术应用于海鞘。通过电穿孔, 研究人员可以在受精卵中导入外源性DNA, 从而追踪基因表达的位置和模式。随后, 研究人员对这一技术进行了改进, 通过优化电穿孔的条件和提高质粒DNA的稳定性, 使其在海鞘受精卵中的基因转染更加高效和可靠[95]。这些技术的提升使得基因表达定位和标记变得更加精确和方便, 在海鞘研究中得到了广泛的应用。
 |
| 图 3 海洋无脊椎动物幼虫化学感知研究中的前沿技术(图片制作于BioRender.com) Fig. 3 Frontier technologies employed for studying chemical sensing in marine invertebrate larvae (Figure was created with BioRender.com) 注: CaM: 钙调蛋白; M13: 蛙肌球蛋白; EGFP: 绿色荧光蛋白; hM4Di: 经改造的人源毒蕈碱M4受体; CNO: Clozapine N-oxide氯氮平N氧化物; Gα: G蛋白α亚基; β/γ: G蛋白β亚基和γ亚基; K+: 钾离子 |
进入21世纪, 基因编辑技术的进步为海鞘的遗传学研究提供了更多可能性。近年来, CRISPR-Cas9技术在海鞘中得到广泛应用, 这一革命性的基因编辑工具使得在海鞘中实现基因敲除变得更加简单和高效[96-97]。通过精准地编辑海鞘基因, 研究人员能够直接验证特定基因在海鞘发育、行为以及生理过程中的功能(图 3b)。CRISPR-Cas9技术操作简单, 结果准确性较高, 已经成为海鞘遗传发育研究中最常用和最重要的工具之一, 推动了许多基因功能验证和基因调控机制的发现。
4.2 活体钙成像技术钙成像技术是一种用于实时监测细胞内钙离子(Ca2+)动态变化的技术, 可通过基因编码的钙离子指示剂, 实时监测钙流强度变化。1985年Fura-2的成功开发, 为该技术奠定了基础[98]。随着荧光显微镜和数字成像技术的发展, 钙成像技术在1990年代得到广泛应用, 尤其在神经科学、肌肉生理学等领域。2000年后, 遗传编码的钙指示器(如GCaMP系列)和多光子显微镜技术的出现(图 3c), 进一步推动了钙成像在复杂生物系统中的应用[99]。钙成像技术现已成为神经网络、心脏生理学和肿瘤研究等多个领域的重要工具。
钙离子作为细胞内的重要信号分子, 其浓度的变化常与细胞的多种生理过程密切相关, 如神经元活动、肌肉收缩、激素分泌和细胞迁移等[100]。海鞘幼虫通体透明的特点, 使得钙成像技术成为研究其神经系统活动的理想工具。Wakai等[101]使用钙指示剂——jGCaMP实时监测机械刺激后幼虫体内钙离子浓度的变化。通过钙成像探测钙离子流动的时空模式, 观察Ca²⁺瞬态的发生。该方法成功揭示了机械刺激引发的双轮钙离子瞬态在海鞘变态过程中的重要作用, 为理解海洋无脊椎动物的变态机制提供了新的视角。通过钙成像技术, 研究人员可以实时观察海鞘在接受化学、物理或生物学刺激后, 神经系统如何响应并调控其附着行为、游泳模式等生理活动。
Chatzigeorgiou团队系统地探究了多种化学信号对海鞘幼虫附着和变态过程的影响, 并通过化学遗传学技术进一步验证了外界环境刺激对外周神经系统的影响。研究表明, 外部刺激能够通过外周神经系统传递信号, 进而影响中枢神经系统, 从而调控幼虫的附着和变态行为[68]。这一发现揭示了神经系统如何响应外部环境信号并在神经网络中传递信息, 最终影响幼虫的行为。
研究中, Chatzigeorgiou团队发现海鞘幼虫的附着和变态行为并非由单一信号驱动, 而是多种环境信号的协同作用结果。这些信号包括化学信号、机械信号(如水流、触碰等)以及光学信号, 它们共同作用于神经系统, 协调和促进幼虫的附着变态行为[68]。化学信号, 尤其是成体海鞘和周围环境释放的化学物质, 具有显著的附着变态诱导作用。
4.3 化学遗传学方法的应用化学遗传方法利用特定的小分子或药物与工程化受体或蛋白质相互作用, 精确调控生物体内特定基因或蛋白质的功能[102]。常见的化学遗传技术包括DREADD(designer rceptors exclusively activated by designer drugs)技术和化学诱导基因表达等。hM4Di是DREADD技术中的一种抑制性受体, 通过对人源毒蕈碱M4受体(hM4D)进行设计和修改获得。当CNO(Clozapine-N-oxide)等配体与hM4Di受体结合时, 可激活该受体, 后通过Gi/Go途径抑制神经元的活动, 减少cAMP生成, 并引发钾离子通道超极化, 最终抑制神经元放电[103](图 3d)。
目前化学遗传学工具hM4Di已成功应用于探究化学信号影响海鞘幼虫神经系统。实验结果表明, 化学信号能够有效激活特定类型的神经元, 如ACC和肽能神经元, 这些神经元在调节行为反应中扮演了重要角色。研究还揭示了在响应机械刺激方面, 肽能神经元发挥了至关重要的作用, 这些细胞群体在传递机械刺激信号、调节幼虫的运动和附着变态行为中具有核心地位[68]。
这些结果进一步加深了对海鞘幼虫神经系统在感知环境信号和调控行为方面的理解, 尤其是在多模态信号整合和神经回路调节的机制上。通过化学遗传学工具的应用, 研究者能够更精确地验证神经元在复杂行为控制中的作用, 为未来探索其他无脊椎动物的神经行为调控机制提供了宝贵的经验和方法。
虽然目前的研究仍然未能确定海鞘中具体的化学感知受体, 但随着基因编辑、钙成像、光遗传学和化学遗传学等先进技术的不断发展, 以及前期在海鞘神经系统功能和行为调控方面所积累的坚实基础, 有望尽快揭示海鞘中与化学感知相关的受体和神经回路, 并深入探究神经系统在幼虫的附着变态以及环境适应中发挥的作用。这不仅将揭示海鞘的化学感知中的关键分子和神经机制, 还可能为其他海洋无脊椎动物, 特别是幼虫阶段的化学感知系统提供宝贵的线索, 进一步推动对海洋生物行为调控的理解, 帮助解决更广泛的生态学和生物学问题。
5 展望绝大多数海洋无脊椎动物在其生命周期中经历两个明显的生活史阶段: 自由游泳时期和固着生活时期。在自由游泳阶段, 这些生物的神经系统相对发达, 具备较强的能动性; 而在成体阶段, 黏附性增强, 神经系统和运动能力逐渐退化, 转变为基本固着的生活方式。固着位置的选择通常依赖于幼虫游泳时期的选择, 这一阶段对环境的感知至关重要。在海洋环境中, 存在多种化学物质会对无脊椎动物的附着选择产生重要影响。
目前, 关于海洋无脊椎动物幼虫的化学感知与附着变态的研究已取得一定进展, 但大多数研究聚焦于特定化学物质对幼虫行为的影响, 很少涉及感知机制及信号传导过程。为了进一步推动这一领域的发展, 建议从以下几个方面着重开展研究: 1)从动物特异性分布的自然环境中筛选潜在的化学信号, 探索与附着和变态行为相关的外部刺激因素; 2)结合多组学技术(如转录组学、蛋白质组学等)和生化实验方法, 深入探讨海洋无脊椎幼虫感知外界环境变化的分子机制, 识别关键的受体和信号通路; 3)运用神经生物学和电生理学技术, 揭示在幼虫附着和变态过程中, 神经信号传导的具体过程, 明确涉及的神经回路和神经递质的作用。
化学感知系统在海洋生物的生长、繁殖和栖息选择中发挥着关键作用, 尤其是在附着变态过程中, 生物通过感知水中的化学信号来选择适宜的底栖附着环境。通过识别并分析影响生物附着的关键化学物质, 养殖行业能够更精准地调整饵料配方和优化养殖环境, 从而实现对生物附着行为的有效预防和控制。此外, 研究化学感知系统还可以为防治污损生物提供科学依据。污损生物如藤壶、海藻等会附着在水下结构物上, 导致设备损坏、能耗增加以及水质污染。通过了解污损生物对化学信号的响应机制, 可以开发出更具针对性的防治策略, 减少它们对养殖设施和环境的负面影响。海洋生物的化学感知系统不仅在物种的行为和生存中起着核心作用, 而且直接影响海洋生态环境的稳定。通过深入研究这一系统, 我们可以更好地理解海洋生物如何与其生存环境相互作用, 以及如何通过调整环境因素或生物行为来优化海洋生态保护与可持续管理。
| [1] |
MCCLINTOCK J B, BAKER B J. Marine chemical ecology[M]. Boca Rato: CRC Press, 2001: 157-195.
|
| [2] |
ERESKOVSKY A. Sponge reproduction[M]. Heidelberg: Springer, 2018: 485-487.
|
| [3] |
O'DEA A. Asexual propagation in the marine bryozoan Cupuladria exfragminis[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2006, 329(2): 218-229. DOI:10.1016/j.jembe.2005.09.004 |
| [4] |
SMITH K R. Benthic invertebrates of the eastern Bering Sea: A synopsis of the life history and ecology of the sea star Asterias amurensis[M]. Fairbanks: Alaska Sea Grant, 2014: 30-31.
|
| [5] |
HART M W. Life history evolution and comparative developmental biology of echinoderms[J]. Evolution Development, 2002, 4(4): 257-267. |
| [6] |
SHKEDY Y, SAFRIEL U, KEASAR T. Life-history of Balanus amphitrite and Chthamalus stellatus recruited to settlement panels in the mediterranean coast of israel[J]. Israel Journal of Zoology, 2013, 41: 147-161. |
| [7] |
SATOH N. The ascidian tadpole larva: Comparative molecular development and genomics[J]. Nature Reviews Genetics, 2003, 4(2): 142-151. |
| [8] |
MENG L, XU C, LI Q. Effects of temperature, salinity and stocking density on larval survival and growth of reciprocal crosses between two strains of Pacific Oysters, Crassostrea gigas[J]. Journal of Ocean University of China, 2022, 21: 1017-1026. DOI:10.1007/s11802-022-4893-6 |
| [9] |
THOMPSON R J. The reproductive cycle and physiological ecology of the mussel Mytilus edulis in a subarctic, non-estuarine environment[J]. Marine Biology, 2006, 148(2): 113-122. |
| [10] |
中国大百科全书总编辑委员会, 中国大百科全书出版社编辑部. 中国大百科全书: 大气科学、海洋科学、水文科学(第1版)[M]. 北京: 中国大百科全书出版社, 2000.
|
| [11] |
LI H, QI F, XIE C G, et al. Zooplankton in Bosten Lake: Community characteristics and seasonal changes in distribution[J]. Journal of Fishery Sciences of China, 2006, 13(2): 245-258. |
| [12] |
KOEHL M A, PEROTTI E, SISCHO D R, et al. Effects of currents, waves, and biofilms on motion and surface contacts by tubeworm larvae swimming above or below surfaces[J]. Marine Biology, 2022, 169(4): 745-755. |
| [13] |
BRYARS S R, HAVENHAND J N. Effects of constant and varying temperatures on the development of blue swimmer crab (Portunus pelagicus) larvae: Laboratory observations and field predictions for temperate coastal waters[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2006, 329(2): 218-229. DOI:10.1016/j.jembe.2005.09.004 |
| [14] |
WU C S, KAM Y C. Effects of salinity on the survival, growth, development, and metamorphosis of Fejervarya limnocharis tadpoles living in brackish water[J]. Zoological Science, 2009, 26(7): 476-482. DOI:10.2108/zsj.26.476 |
| [15] |
DAYTON P K. Competition, disturbance and community organization: The provision and subsequent utilization of space in a rocky intertidal community[J]. Ecological Monographs, 1971, 41(4): 409-429. |
| [16] |
HADFIELD M G. Why and how marine-invertebrate larvae metamorphose so fast[J]. Seminars in Cell Developmental Biology, 2000, 11(5): 375-383. |
| [17] |
HADFIELD M G, CARPIZO ITUARTE E, CARMEN K, et al. Metamorphic competence, a major adaptive convergence in marine invertebrate larvae[J]. American Zoologist, 2001, 41(2): 1075-1083. |
| [18] |
BISHOP C D, HUGGETT M J, HEYLAND A, et al. Interspecific variation in metamorphic competence in marine invertebrates: The significance for comparative investigations into the timing of metamorphosis[J]. Integrative and Comparative Biology, 2006, 46(2): 195-211. DOI:10.1093/icb/icj020 |
| [19] |
RODRÍGUEZ S, OJEDA F, INESTROSA N. Settlement of benthic marine invertebrates[J]. Marine Ecology Progress Series, 1993, 98(3): 305-314. |
| [20] |
GLUSMAN G, YANAI I, RUBIN I, et al. The complete human olfactory subgenome[J]. Genome Research, 2001, 11(5): 685-702. DOI:10.1101/gr.171001 |
| [21] |
BUCK L, AXEL R. A novel multigene family may encode odorant receptors: A molecular basis for odor recognition[J]. Cell, 1991, 65(1): 175-184. DOI:10.1016/0092-8674(91)90418-X |
| [22] |
ADLER E, HOON M A, MUELLER K L, et al. A novel family of mammalian taste receptors[J]. Cell, 2000, 100(6): 693-702. DOI:10.1016/S0092-8674(00)80705-9 |
| [23] |
ROBERTSON H M. The insect chemoreceptor superfamily is ancient in animals[J]. Chemical Senses, 2015, 40(9): 609-614. DOI:10.1093/chemse/bjv046 |
| [24] |
SCHIESTL F P. The evolution of floral scent and insect chemical communication[J]. Ecology Letters, 2010, 13(5): 643-656. DOI:10.1111/j.1461-0248.2010.01451.x |
| [25] |
LEYS S P. Elements of a 'nervous system' in sponges[J]. Journal of Experimental Biology, 2015, 218(4): 581-591. DOI:10.1242/jeb.110817 |
| [26] |
FALKENHAUG T, STABELL O B. Chemical ecology of predator-prey interactions in ctenophores[J]. Marine and Freshwater Behaviour and Physiology, 1996, 27(4): 249-260. DOI:10.1080/10236249609378970 |
| [27] |
RYAN E P. Pheromone: Evidence in a decapod crustacean[J]. Science, 1996, 151(3708): 340-341. |
| [28] |
DERBY C D. Structure and function of cuticular sensilla of the lobster Homarus americanus[J]. Journal of Crustacean Biology, 1982, 2(1): 1-21. DOI:10.2307/1548106 |
| [29] |
WOOD J, PENNOYER K, DERBY C. Ink is a conspecific alarm cue in the Caribbean reef squid, Sepioteuthis sepioidea[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2008, 367(1): 1-8. DOI:10.1016/j.jembe.2008.08.005 |
| [30] |
DI COSMO A, WINLOW W. Neuroecology and neuroethology in molluscs: The interface between behavior and environment[M]. New York: Nova Science Publishers, 2014: 45-72.
|
| [31] |
KANG G, ALLARD C A H, VALENCIA MONTOYA W A, et al. Sensory specializations drive octopus and squid behavior[J]. Nature, 2023, 616: 378-383. DOI:10.1038/s41586-023-05808-z |
| [32] |
ALLARD C A H, KANG G, KIM J J, et al. Structural basis of sensory receptor evolution in octopus[J]. Nature, 2023, 616: 373-377. DOI:10.1038/s41586-023-05822-1 |
| [33] |
SOKOLINSKAYA E L, KOLESOV D V, LUKYANOV K A, et al. Molecular principles of insect chemoreception[J]. Acta Naturae, 2020, 12(3): 81-91. DOI:10.32607/actanaturae.11038 |
| [34] |
TARUNO A, NOMURA K, KUSAKIZAKO T, et al. Taste transduction and channel synapses in taste buds[J]. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology, 2021, 473(1): 3-13. DOI:10.1007/s00424-020-02464-4 |
| [35] |
REILLY D K, SRINIVASAN J. Chemical communication: Linking behavior and physiology[J]. Current Biology, 2019, 29(23): 1226-1228. DOI:10.1016/j.cub.2019.10.031 |
| [36] |
HAY M E. Marine chemical ecology: What's known and what's next?[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 1996, 200(1): 103-134. |
| [37] |
ZIMMER R K, BUTMAN C A. Chemical signaling processes in the marine environment[J]. The Biological Bulletin, 2000, 198(2): 168-187. DOI:10.2307/1542522 |
| [38] |
高一龙, 缪勤, 张汇东, 等. 嗅觉受体基因的研究进展[J]. 遗传, 2010, 32(1): 17-24. GAO Yilong, MIAO Qin, ZHANG Huidong, et al. Advances on olfactory receptor gene[J]. Hereditas, 2010, 32(1): 17-24. |
| [39] |
MASHANOV V, ADEMILIYI S, JACOB MACHADO D, et al. Echinoderm radial glia in adult cell renewal, indeterminate growth, and regeneration[J]. Frontiers in Neural Circuits, 2023, 17: 1258370. DOI:10.3389/fncir.2023.1258370 |
| [40] |
陈长春, 项凌云, 刘汉奇. 海洋污损生物藤壶的附着与防除[J]. 海洋环境科学, 2012, 31(4): 621-624. CHEN Changchun, XIANG Lingyun, LIU Hanqi. Attachment and prevention of marine biofouling barnacles[J]. Marine Environmental Science, 2012, 31(4): 621-624. |
| [41] |
周文木, 王孝杰, 胡碧茹, 等. 海洋污损生物粘附机制及防污涂层表面工程[J]. 应用化学, 2010, 27(9): 993-997. ZHOU Wenmu, WANG Xiaojie, HU Biru, et al. Marine bioadhesion mechanism and surface engineering for antifouling coatings[J]. Chinese Journal of Applied Chemistry, 2010, 27(9): 993-997. |
| [42] |
CHEN Z F, MATSUMURA K, WANG H, et al. Toward an understanding of the molecular mechanisms of barnacle larval settlement: A comparative transcriptomic approach[J]. PLoS One, 2011, 6(7): e22660. DOI:10.1371/journal.pone.0022660 |
| [43] |
CHEN Z F, ZHANG H, WANG H, et al. Quantitative proteomics study of larval settlement in the barnacle Balanus amphitrite[J]. PLoS One, 2014, 9(1): e85173. DOI:10.1371/journal.pone.0085173 |
| [44] |
HAN Z, SUN J, ZHANG Y, et al. iTRAQ-based proteomic profiling of the barnacle Balanus amphitrite in response to the antifouling compound meleagrin[J]. Journal of Proteome Research, 2013, 12(6): 2705-2715. |
| [45] |
MATSUMURA K, NAGANO M, FUSETANI N. Purification of a larval settlement inducing protein complex (SIPC) of the barnacle, Balanus amphitrite[J]. Journal of Experimental Zoology, 1998, 280(1): 1-10. DOI:10.1002/(SICI)1097-010X(19980101)280:1<1::AID-JEZ1>3.0.CO;2-S |
| [46] |
ESSOCK-BURNS T, GOHAD N V, ORIHUELA B, et al. Barnacle biology before, during and after settlement and metamorphosis: A study of the interface[J]. Journal of Experimental Biology, 2017, 220(16): 3007-3018. |
| [47] |
MEDZHITOV R, JANEWAY C S J. Innate immune recognition: Mechanisms and pathways[J]. Immunological Reviews, 2000, 173: 89-97. DOI:10.1034/j.1600-065X.2000.917309.x |
| [48] |
刘明坤, 阙华勇, 张国范, 等. 紫贻贝养殖产业的现状、问题与对策[J]. 海洋科学, 2022, 46(3): 135-144. LIU Mingkun, QUE Huayong, ZHANG Guofan, et al. The current standing of the Mediterranean mussel industry, the obstacles posed and its potential restoration[J]. Marine Sciences, 2022, 46(3): 135-144. DOI:10.11759/hykx20210807003 |
| [49] |
ALFARO A C, YOUNG T, GANESAN A M. Regulatory effects of mussel (Aulacomya maoriana Iredale 1915) larval settlement by neuroactive compounds, amino acids and bacterial biofilms[J]. Aquaculture, 2011, 320: 158-168. |
| [50] |
杨金龙, 陈芋如, 郭行磐, 等. 胆碱受体化合物对厚壳贻贝幼虫变态的调控作用[J]. 水产学报, 2014, 38(12): 2012-2017. YANG Jinlong, CHEN Yuru, GUO Xingpan, et al. Effects of cholinoceptor compounds on larval metamorphosis of the mussel Mytilus coruscus[J]. Journal of Fisheries of China, 2014, 38(12): 2012-2017. |
| [51] |
LIANG X, CHEN Y R, GAO W, et al. Effects on larval metamorphosis in the mussel Mytilus coruscus of compounds that act on downstream effectors of G-protein-coupled receptors[J]. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 2018, 98(7): 1707-1716. |
| [52] |
SÁNCHEZ LAZO C, MARTÍNEZ PITA I. Induction of settlement in larvae of the mussel Mytilus galloprovincialis using neuroactive compounds[J]. Aquaculture, 2012, 344: 210-215. |
| [53] |
WANG J, WU C L, XU C L, et al. Voltage-gated potassium ion channel may play a major role in the settlement of Pacific oyster (Crassostrea gigas) larvae[J]. Aquaculture, 2015, 442: 48-50. DOI:10.1016/j.aquaculture.2015.02.033 |
| [54] |
ZOBELL C E, ALLEN E C. The significance of marine bacteria in the fouling of submerged surfaces[J]. Journal of Bacteriology, 1935, 30(4): 553-568. |
| [55] |
HUANG Y, CALLAHAN S, HADFIELD M G. Recruitment in the sea: Bacterial genes required for inducing larval settlement in a polychaete worm[J]. Marine Ecology Progress Series, 2012, 448: 123-135. |
| [56] |
PENG L H, LIANG X, XU J K, et al. Monospecific biofilms of Pseudoalteromonas promote larval settlement and metamorphosis of Mytilus coruscus[J]. Scientific Reports, 2020, 10: 2577. DOI:10.1038/s41598-020-59506-1 |
| [57] |
HU X M, PENG L, WU J, et al. Bacterial c-di-GMP signaling gene affects mussel larval metamorphosis through outer membrane vesicles and lipopolysaccharides[J]. NPJ Biofilms and Microbiomes, 2024, 10(1): 38. DOI:10.1038/s41522-024-00508-6 |
| [58] |
KOWALEVSKY A. Entwicklungsgeschichte der einfachen Ascidien[J]. Mémoires de l'Académie Impériale des Sciences de St. Pétersbourg, 1866, 7: 11-19. |
| [59] |
程佳威, 李世国, 李茜, 等. 海鞘生物黏附机制及应用研究进展[J]. 大连海洋大学学报, 2021, 36(3): 524-534. CHENG Jiawei, LI Shiguo, LI Qian, et al. Research progress on biological adhesion mechanism and applications of ascidians: a review[J]. Journal of Dalian Ocean University, 2021, 36(3): 524-534. |
| [60] |
董波. 海洋模式动物海鞘及其脊索发育与调控[J]. 科学通报, 2015, 60(13): 1167-1179. DONG Bo. Cellular processes and gene regulatory network of notochord development in a marine model animal: Ciona intestinalis[J]. Chinese Science Bulletin, 2015, 60(13): 1167-1179. |
| [61] |
NIIMURA Y. On the origin and evolution of vertebrate olfactory receptor genes: Comparative genome analysis among 23 chordate species[J]. Genome Biology and Evolution, 2009, 1: 34-44. DOI:10.1093/gbe/evp003 |
| [62] |
GREEN K, RUSSELL B, CLARK R, et al. A sponge allelochemical induces ascidian settlement but inhibits metamorphosis[J]. Marine Biology, 2002, 140: 355-363. DOI:10.1007/s002270100698 |
| [63] |
PATRICOLO E, ORTOLANI G, CASCIO A. The effect of l-thyroxine on the metamorphosis of Ascidia malaca[J]. Cell and Tissue Research, 1981, 214(2): 289-301. |
| [64] |
KIMURA Y, YOSHIDA M, MORISAWA M. Interaction between noradrenaline or adrenaline and the beta 1-adrenergic receptor in the nervous system triggers early metamorphosis of larvae in the ascidian, Ciona savignyi[J]. Developmental Biology, 2003, 258(1): 129-140. DOI:10.1016/S0012-1606(03)00118-0 |
| [65] |
GLASER O, ANSLOW G A. Copper and ascidian metamorphosis[J]. The Journal of Experimental Zoology, 1949, 111(1): 117-139. DOI:10.1002/jez.1401110107 |
| [66] |
SATOH N. Developmental genomics of ascidians[M]. Hoboken: Wiley-Blackwell, 2013: 90-105.
|
| [67] |
ZENG F F, WUNDERER J, SALVENMOSER W, et al. Papillae revisited and the nature of the adhesive secreting collocyte[J]. Developmental Biology, 2019, 448(2): 183-198. DOI:10.1016/j.ydbio.2018.11.012 |
| [68] |
HOYER J, KOLAR K, ATHIRA A, et al. Polymodal sensory perception drives settlement and metamorphosis of Ciona larvae[J]. Current Biology, 2024, 34(6): 1168-1182. DOI:10.1016/j.cub.2024.01.041 |
| [69] |
姚托. 长牡蛎、葡萄牙牡蛎与近江牡蛎的种间杂交研究[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2014. YAO Tuo. Hybridization between Crassostrea ariakensis and C. gigas, C. angulata[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2014. |
| [70] |
王刚, 苗艳丽. 牡蛎的养殖、开发和利用[J]. 特种经济动植物, 2002(10): 15-16. |
| [71] |
TURNER E J, ZIMMER-FAUST R K, PALMER M A, et al. Settlement of oyster (Crassostrea virginica) larvae: Effects of water flow and a water-soluble chemical cue[J]. Limnology and Oceanography, 1994, 39: 1579-1593. DOI:10.4319/lo.1994.39.7.1579 |
| [72] |
TAMBURRI M N, LUCKENBACH M W, BREITBURG D L, et al. Settlement of Crassostrea ariakensis larvae: effects of substrate, biofilms, sediment and adult chemical cues[J]. Journal of Shellfish Research, 2008, 27(3): 601-608. DOI:10.2983/0730-8000(2008)27[601:SOCALE]2.0.CO;2 |
| [73] |
MESÍAS-GANSBILLER C, SILVA A, VIÑAS V, et al. Effects of chemical cues on larval settlement of the flat oyster (Ostrea edulis L.): A hatchery approach[J]. Aquaculture, 2013, 379: 85-89. |
| [74] |
DOROUDI M S, SOUTHGATE P C. The effect of chemical cues on settlement behaviour of blacklip pearl oyster (Pinctada margaritifera) larvae[J]. Aquaculture, 2002, 209: 117-124. DOI:10.1016/S0044-8486(01)00736-0 |
| [75] |
ZHANG X, SI Y, ZHANG L, et al. Glutamate induces larval settlement of the pacific oyster Crassostrea gigas[J]. Aquaculture and Fisheries, 2024, DOI: 10.1016/j.aaf.2024.12.003.
|
| [76] |
SEDANZA M, ALSHAWEESH J, GAO Y L, et al. Transcriptome dynamics of an oyster larval response to a conspecific cue-mediated settlement induction in the Pacific oyster Crassostrea gigas[J]. Diversity, 2022, 14(7): 559. DOI:10.3390/d14070559 |
| [77] |
赵焕庭, 王丽荣, 宋朝景. 徐闻县西岸珊瑚礁存在与发展的条件[J]. 热带地理, 2008, 28(3): 201-206. ZHAO Huanting, WANG Lirong, SONG Chaojing. Existing and developing conditions of coral reef on the west Xuwen County[J]. Tropical Geography, 2008, 28(3): 201-206. |
| [78] |
赵美霞, 余克服, 张乔民. 珊瑚礁区的生物多样性及其生态功能[J]. 生态学报, 2006, 26(1): 186-194. ZHAO Meixia, YU Kefu, ZHANG Qiaomin. Review on coral reefs biodiversity and ecological function[J]. Acta Ecologica Sinica, 2006, 26(1): 186-194. |
| [79] |
周祖光. 海南珊瑚礁的现状与保护对策[J]. 海洋开发与管理, 2004, 21(6): 48-51. |
| [80] |
RAYMOND C H. Reproduction by fragmentation in corals[J]. Marine Ecology Progress Series, 1982, 7: 207-226. DOI:10.3354/meps007207 |
| [81] |
GLYNN P W, GASSMAN N J, EAKIN C M, et al. Reef coral reproduction in the eastern Pacific: Costa Rica, Panama, and Galapagos Islands (Ecuador)[J]. Marine Biology, 1996, 127(1): 1-12. DOI:10.1007/BF00993638 |
| [82] |
HARRINGTON L, FABRICIUS K, DE'ATH G, et al. Recognition and selection of settlement substrata determine post-settlement survival in corals[J]. Ecology, 2004, 85(8): 2348-2356. DOI:10.1890/0012-9658(2004)085[2348:TJOMT]2.0.CO;2 |
| [83] |
RITSON-WILLIAMS R, ARNOLD S N, PAUL V J. Patterns of larval settlement preferences and post-settlement survival for seven Caribbean corals[J]. Marine Ecology Progress Series, 2016, 558: 103-114. |
| [84] |
SIBONI N, ABREGO D, SENECA F, et al. Using bacterial extract along with differential gene expression in Acropora millepora larvae to decouple the processes of attachment and metamorphosis[J]. PLoS One, 2012, 7(11): e48306. DOI:10.1371/journal.pone.0048306 |
| [85] |
JORISSEN H, GALAND P E, BONNARD I, et al. Coral larval settlement preferences linked to crustose coralline algae with distinct chemical and microbial signatures[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 15710. DOI:10.1038/s41598-021-95246-6 |
| [86] |
GÓMEZ-LEMOS L, DOROPOULOS C, BAYRAKTAROV E, et al. Coralline algal metabolites induce settlement and mediate the inductive effect of epiphytic microbes on coral larvae[J]. Scientific Reports, 2018, 8(1): 10742. DOI:10.1038/s41598-018-29050-0 |
| [87] |
KOLAR K, DONDORP D, ZWIGGELAAR J C, et al. Mesmerize is a dynamically adaptable user-friendly analysis platform for 2D and 3D calcium imaging data[J]. Nature Communications, 2021, 12(1): 315. DOI:10.1038/s41467-020-20614-1 |
| [88] |
RYAN K, LU Z, MEINERTZHAGEN I A. The CNS connectome of a tadpole larva of Ciona intestinalis (L.) highlights sidedness in the brain of a chordate sibling[J]. eLife, 2016, 5: e16962. DOI:10.7554/eLife.16962 |
| [89] |
RYAN K, LU Z, MEINERTZHAGEN I A. The peripheral nervous system of the ascidian tadpole larva: Types of neurons and their synaptic networks[J]. Journal of Comparative Neurology, 2018, 526: 583-608. DOI:10.1002/cne.24353 |
| [90] |
ATHIRA A, DONDORP D, RUDOLF J, et al. Comprehensive analysis of locomotion dynamics in the protochordate Ciona intestinalis reveals how neuromodulators flexibly shape its behavioral repertoire[J]. PLoS Biology, 2022, 20(1): e3001600. |
| [91] |
NEUMANN E, SCHAEFER-RIDDER M, WANG Y, et al. Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields[J]. The EMBO Journal, 1982, 1(7): 841-845. DOI:10.1002/j.1460-2075.1982.tb01257.x |
| [92] |
ARAYA A. Electroporation of plant cells. In electroporation in laboratory and clinical investigations[M]. New York: Springer, 2011: 155-166.
|
| [93] |
DOWER W J, MILLER J F, RAGSDALE C W. High efficiency transformation of E. coli by high voltage electroporation[J]. Nucleic Acids Research, 1988, 16(13): 6127-6145. DOI:10.1093/nar/16.13.6127 |
| [94] |
CORBO J C, LEVINE M, ZELLER R W. Characterization of a notochord-specific enhancer from the Brachyury promoter region of the ascidian, Ciona intestinalis[J]. Development, 1997, 124(14): 2747-2755. |
| [95] |
DARRAS S. En masse DNA electroporation for in vivo transcriptional assay in ascidian embryos[J]. Bio-protocol, 2021, 11(18): e4160. |
| [96] |
STOLFI A, RAZY KRAJKA F, CHRISTIAEN L, et al. Tissue-specific genome editing in Ciona embryos by CRISPR/Cas9[J]. Development, 2014, 141(4): 726-731. |
| [97] |
PENNATI A, JAKOBI M, ZENG F, et al. Optimizing CRISPR/Cas9 approaches in the polymorphic tunicate Ciona intestinalis[J]. Developmental Biology, 2024, 475: 25-34. |
| [98] |
GRYNKIEWICZ G, POENIE M, TSIEN R Y. A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties[J]. The Journal of Biological Chemistry, 1985, 260(6): 3440-3450. DOI:10.1016/S0021-9258(19)83641-4 |
| [99] |
ZHANG Y, RÓZSA M, LIANG Y, et al. Fast and sensitive GCaMP calcium indicators for imaging neural populations[J]. Nature, 2023, 615: 884-891. DOI:10.1038/s41586-023-05828-9 |
| [100] |
GRIENBERGER C, KONNERTH A. Imaging calcium in neurons[J]. Neuron, 2012, 73(5): 862-885. DOI:10.1016/j.neuron.2012.02.011 |
| [101] |
WAKAI M K, NAKAMURA M J, SAWAI S, et al. Two-round Ca2+ transient in papillae by mechanical stimulation induces metamorphosis in the ascidian Ciona intestinalis type A[J]. Proceedings of the Royal Society B, Biological Sciences, 2021, 288(1944): 20210421. |
| [102] |
URBAN D J, ROTH B L. DREADDs (designer receptors exclusively activated by designer drugs): Chemogenetic tools with therapeutic utility[J]. Annual Review of Pharmacology and Toxicology, 2015, 55: 399-417. DOI:10.1146/annurev-pharmtox-010814-124803 |
| [103] |
ARMBRUSTER B N, LI X, PAUSCH M H, et al. Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2007, 104(12): 5163-5168. |
| [104] |
DEHAL P, SATOU Y, CAMPBELL R K, et al. The draft genome of Ciona intestinalis: Insights into chordate and vertebrate origins[J]. Science (New York, N. Y.), 2002, 298(5601): 2157-2167. DOI:10.1126/science.1080049 |
| [105] |
JINEK M, EAST A, CHENG A, et al. RNA-programmed genome editing in human cells[J]. eLife, 2013, 2(2): e00471. |
| [106] |
CHEN T W, WARDILL T, SUN Y, et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity[J]. Nature, 2013, 499: 295-300. DOI:10.1038/nature12354 |
| [107] |
ARMBRUSTER B N, LI X, PAUSCH M H, et al. Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2007, 104(12): 5163-5168. |