2025, Vol. 49
文章信息
- 杨金峰, 王亚楠, 段继周. 2025.
- YANG Jinfeng, WANG Yanan, DUAN Jizhou. 2025.
- 生物合成FeS纳米颗粒加速海洋硫酸盐还原菌Desulfovibrio bizertensis SY-1胞外电子传递研究
- Study on the accelerating extracellular electron transfer in marine sulfate-reducing bacterium Desulfovibrio bizertensis SY-1 by biosynthesis of FeS
- 海洋科学, 49(6): 37-47
- Marine Sciences, 49(6): 37-47.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20250315001
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文章历史
- 收稿日期：2025-03-15
- 修回日期：2025-05-15
2. 中国科学院大学, 北京 100049
2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
电活性微生物(electroactive microorganisms, EAMs)是一类能够通过胞外电子传递(extracellular electron transfer, EET)机制与外界环境交换电子的微生物[1]。这类微生物在自然界中广泛存在, 并在生物地球化学循环[2]、环境污染修复[3]及微生物燃料电池(microbial fuel cells, MFCs)[4]等领域展现出重要应用潜力。EET机制是电活性微生物的核心功能, 其研究不仅揭示了微生物与环境的相互作用规律, 也为开发新型生物技术提供了理论基础。
电活性微生物主要包括细菌和古菌两大类, 其中研究最为深入的是革兰氏阴性菌(如地杆菌属Geobacter[5]、希瓦氏菌属Shewanella[6], 脱硫弧菌属Desulfovibrio[7])和革兰氏阳性菌(如芽孢杆菌属Bacillus[8])。此外, 某些产甲烷古菌(如Methanobacterium[9])也具备EET能力。这些微生物在厌氧或微好氧环境中, 通过氧化有机物或包括Fe0、Fe2+等其他金属电子供体获取能量进行能量代谢, 这也是导致微生物腐蚀的机制之一。
根据电子传递是否需要可溶性介质或直接接触, EET机制可分为直接电子传递(direct electron transfer, DET)和间接电子传递(mediated electron transfer, MET)两类。DET依赖微生物细胞表面结构直接与电子受体接触, 例如细胞色素c和纳米导线。革兰氏阴性菌的细胞膜和外膜上分布着多血红素细胞色素, 如OmcA、OmcS、OmcZ[10], 这些导电物质形成导电通路, 通过血红素基团的氧化还原反应实现跨膜电子传递。某些电活性微生物能够合成由细胞色素或菌毛蛋白组成的纳米线结构。例如, Geobacter的纳米线由排列有序的细胞色素c组成[11], 具有类金属导电性; Shewanella oneidensis的纳米线则依赖菌毛蛋白与细胞色素的协同作用[12]。MET是电活性微生物通过可溶性氧化还原介体实现胞外电子传递的机制。其核心特点是依赖介体作为电子载体, 在微生物与电子受体之间穿梭传递电子。电子介体主要有黄素类, 例如核黄素、黄素单核苷酸[13]; 吩嗪类, 如铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)分泌的pyocyanin(PYO)[14]。
除这两种电子传递方式外, Deng等[15]发现FeS导电纳米颗粒同样可以加速硫酸盐还原菌(sulfate- reducing bacteria, SRB)的胞外电子传递。目前的研究认为这一类导电纳米颗粒会附着于细胞外膜, 作为电子导管加速细胞从胞外电极获取电子。Wang等[16]发现加入磁铁矿(Fe3O4)的Desulfovibrio vulgaris体系会加速对铜的腐蚀, 进一步证明导电纳米颗粒是作为电子导管的作用加速直接电子传递。
本文选择从实海锈层中分离的高腐蚀性SRB菌株D. bizertensis SY-1[17]生物合成FeS, 通过I-t法测定不同浓度Bio-FeS下D.bizertensis SY-1胞外电子传递能力差异, DPV、CV法进一步测定D. bizertensis SY-1的氧化还原能力, 并通过紫外分光光度法进一步分析体系内细胞色素c的含量。通过EIS分析导电性物质Bio-FeS的加入对体系的影响, 进一步揭示Bio-FeS加速D.bizertensis SY-1胞外电子传递机制。
1 实验材料与方法 1.1 Bio-FeS合成通过D. bizertensis自然代谢消耗Fe2+制备Bio-FeS: 取100 mL厌氧瓶, 加入50 mL修正的PGC培养基(1 L: NaCl 13 g、KH2PO4 0.5 g、Na2SO4 2 g、MgSO4 1 g、NH4Cl 0.5 g、60% 乳酸钠0.5 mL), 使用1 mol/L的KOH溶液将pH调至7.0, 加入0.05 mL 0.1%刃天青溶液, 用丁基橡胶塞和铝卷盖密封。使用高压灭菌锅121 ℃灭菌20 min。取0.1g FeCl2·6H2O置于1 mL离心管内, 通入高纯氮气, 置于超净台紫外灯照射30 min。
待培养基灭菌结束后冷却至室温, 然后置于超净台, 将铁粉加入瓶内密封后使用通气针向瓶内通入高纯氮气, 每通气20 s上下摇晃多次, 重复3~4次此操作, 静置, 当瓶内培养基由红色变为无色后向其中加入1 mL半胱氨酸, 加入称取好的FeCl2·6H2O与1 mL培养时间大于3 d的D. bizertensis SY-1菌液, 摇晃均匀在培养箱内30 ℃培养3~5 d。
待培养基变为黑色, 将菌液移至50 mL离心管, 并通入高纯氮气密封, 在12 000 r/min转速下离心5 min, 离心结束后弃置上清液, 加入30%的甘油摇晃均匀, 在12 000 r/min转速下继续离心, 重复上述操作, 梯度使用30%、50%、70%的甘油离心, 最后使用脱氧的二次水清洗沉淀3~5次, 置于真空干燥箱30 ℃干燥24 h。在先前的研究中已对所合成的FeS进行了表征[18]。
1.2 电化学测试测试体系均选择经典三电极体系。工作电极选择通过喷雾热解沉积法制成的掺锡氧化铟(ITO)导电玻璃与铂片电极夹作为工作电极, 其平方电阻为8 Ω/cm2, 厚度为1.1 mm, 暴露表面积为1 cm2。对电极选择铂片电极, 面积为1 cm2。参比电极选择饱和Hg/Hg2Cl2(饱和甘汞电极)作为参比电极。
I-t曲线可精确反映细胞在培养过程中胞外电子传递过程。为探究Bio-FeS加速D. bizertensis电子传递机制设立6组实验, 测定由胞外转移至胞内阴极电流的实验组分为A0 (0 mg/L Bio-FeS)、A20 (20 mg/L Bio-FeS)、A40 (40 mg/L Bio-FeS)、A60 (60 mg/L Bio-FeS)、A80 (80 mg/L Bio-FeS)和A100 (100 mg/L Bio-FeS)6组以及只添加Bio-FeS的对照组(control), 每组设置3个平行样。
阴极电流测试时施加寡碳源环境, 将碳源降为原培养基的0.1%, 仅用做前期细菌的生长繁殖[19]。待培养基灭菌除氧结束后将插有三电极的橡胶塞塞入广口瓶中, 保证各组导电玻璃浸入液面中面积相同。
使用上海辰华多通道恒电位仪(CHI1000D)进行计时电流法(I-t)测试: 阴极电位测试初始电位(init E)为相较于氢标准电极−0.4 V; 采样间隔(sample interval)30 s; 运行时间(run time): 30 h; 静置时间(quite time): 0 s。测试期间保证各实验组处于同一温度下。
在极化电位施加结束后测定开路电位(OCP), 直至电位稳定无显著波动。在OCP条件下进行电化学阻抗谱的测试, 频率范围为0.01~100 000 Hz。
使用上海辰华CHI660电化学工作站进行循环伏安(CV)测试。测试前对体系进行OCP的测试, 直至OCP稳定后继续测试CV。初始电位与终点电位为OCP; 上限电位为OCP+0.5V; 下限电位为OCP−0.5 V; 初始扫描方向为Positive; 扫描速度为50 mV/s; 扫描圈数为10段; 采样间隔为1 mV; 静置时间为2 s。
差分伏安脉冲法(DPV)测试: 扫描电位范围正扫−1~1 V, 负扫1~−1 V; 振幅为60 mV; 脉冲宽度为0.05 s; 电位增量为4 mV; 采样间隔为0.02 s; 脉冲周期为1 s; 静置时间为2 s。
通过紫外分光光度计(HITACHI, U-3900H)测定体系内细胞色素c含量。待电化学测试结束后在无菌条件下使用注射器及0.22 μm滤膜抽取菌液, 在200~600 nm范围内测定吸光度, 选择2 μg/L细胞色素c标准溶液为对照组。
2 实验结果 2.1 I-t曲线分析I-t曲线可精确反映细胞在培养过程中胞外电子传递过程。对体系施加阴极电位, 为防止H2的析出导致结果失真, 故选择−0.4V vs. SHE的阴极电位[15]。
当环境中碳源充足时, SRB优先利用其作为电子供体, 如式(1)所示, 此时阳极反应为有机碳源的氧化反应, 阴极过程为式(3)的SO42−还原过程。随着SRB不断附着, 生物被膜逐渐增厚, 由于扩散过程及顶层细胞对碳源的消耗, 膜底层细胞难以获取充足碳源, 此时需要从电极表面获取电子。式(2)为当电极为Fe0时, Fe0被氧化为Fe2+的过程。根据吉布斯自由能与标准电极电位关系式(ΔG°= −nFE0′, n为反应转移电子数; F为法拉第常数, 约为96 485 C/mol, E0′为在25 ℃, pH为7, 离子物质的量浓度为1 mol/L和气体分压为105 Pa条件下, 相对于标准氢电极的电势)可得式(1)、(2)的ΔG°分别为332.0 kJ/mol和345.0 kJ/mol, 而式(3) SO42−的还原ΔG°为167.5 kJ/mol, 由此可见在热力学上有机碳源与Fe均可为SRB提供代谢所需能量, 进行生命活动并还原硫酸盐, 并且Fe所提供的能量略高于无机碳源。本实验使用ITO导电玻璃作为工作电极, 施加电位为−0.4 V vs. SHE, 足够维持D. bizertensis能量代谢所需[20]。
| $ \begin{gathered} \mathrm{CH}_3 \mathrm{CHOHCOO}^{-}+\mathrm{H}_2 \mathrm{O} \rightarrow \mathrm{CH}_3 \mathrm{COO}^{-}+\mathrm{CO}_2+4 \mathrm{H}^{+}+4 \mathrm{e}^{-} \\ E^{0 \prime}=-430 \mathrm{mV}, \end{gathered} $ | (1) |
| $ 4 \mathrm{Fe} \rightarrow 4 \mathrm{Fe}^{2+}+8 \mathrm{e}^{-} \quad E^{0 \prime}=-447 \mathrm{mV},$ | (2) |
| $ \mathrm{SO}_4{ }^{2-}+9 \mathrm{H}^{+}+8 \mathrm{e}^{-} \rightarrow \mathrm{HS}^{-}+4 \mathrm{H}_2 \mathrm{O} \quad E^{0 \prime}=-217 \mathrm{mV} . $ | (3) |
在图 1所示的实验中, 培养初期(前17 h), D. bizertensis仍处于生长期, 且培养基中的碳源未被完全消耗, 因此在此阶段, D. bizertensis不依赖从电极获取电子以维持其代谢活动[21]。因此, 实验中各组的阴极电流并未出现显著的变化。这表明, 在该阶段, 微生物对胞外电子需求量较低, 且其代谢主要依赖于培养基中可利用的有机碳源, 未出现明显的电极电流密度响应。但随着培养时间时间达到17 h后, 阴极电流密度逐渐增大。这一变化反映了D. bizertensis在生长过程中逐步消耗培养基中的碳源, 随着培养基中碳源的逐渐消耗D. bizertensis的代谢需求发生了变化[21], 为了维持细胞的持续生长, D. bizertensis开始转向外部电子供体, 即电极表面。这表明, D. bizertensis具有一定的胞外电子传递能力, 能够从电极表面获取电子以支持其代谢活动。这一现象也进一步验证了微生物在碳源匮乏情况下可能会依赖电极表面的电子供给进行能量代谢。
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| 图 1 阴极电位下电流密度随时间的变化曲线 Fig. 1 Curve showing the change in current density over time at the cathode potential |
阴极电流呈现小范围的波动, 这种波动可能与体系扰动或实验过程中的其他外界因素有关。例如, 溶液的搅拌、培养基的成分变化或微生物的局部生长情况等都可能引起电流的波动。此外, 由于A0组中未添加Bio-FeS, 因此微生物的电子传递能力较弱, 导致电流密度变化较为平缓, 未能显示出明显的电流响应。
在这项实验中, 菌种在培养过程中仅添加了有机碳源作为电子供体, 未加入任何电子传递介质。尽管D. bizertensis能够在一定程度上依赖培养基中的碳源进行生长, 但由于缺乏有效的电子传递介质, 细胞的胞外电子传递能力受到了一定限制, 导致未加入Bio-FeS的实验组在培养过程中未能表现出明显的电流波动。
在加入Bio-FeS后, 实验中出现了明显的电流密度波动, 尤其是在A80和A100组中, 阴极电流密度达到了最大值。这一现象表明, 80 mg/L和100 mg/L Bio-FeS的加入显著提高了D. bizertensis的电子传递能力, 促进了其从电极获取电子的效率。这可能是因为Bio-FeS作为一种外部电子传递介质, 能够有效地增强D. bizertensis的胞外电子传递能力, 改善其电子获取过程[22]。通过Bio-FeS的加入, D. bizertensis不仅能够更好地利用电极表面的电子, 还能够提高其代谢效率, 从而在培养过程中展现出更强的电流密度响应。
高浓度纳米颗粒会对SRB的附着产生显著的抑制作用[18, 23], 但这种抑制作用并未完全阻止其电子传递能力的提升, 反而使得电流响应出现了更加显著的峰值。Deng等[15]认为Bio-FeS具有电子导管的能力, 可以克服从胞外至胞内的阻力[24], 此项实验结果印证了这一机制, 但并不能解释高浓度纳米颗粒抑制细菌附着的现象。
Bio-FeS的加入作为电子导管以及影响细胞合成代谢进而加速D. bizertensis摄取电子, 显著增强生物阴极电流。Murugan等[25]发现, FeS纳米颗粒的形成也可以增强体系的阳极电流, 这对于微生物燃料电池(MFCs)的发展具有重要意义。
2.2 DPV、CV及EIS曲线分析为进一步验证Bio-FeS加速D. bizertensis胞外电子传递机制, 选择通过差分脉冲伏安法(DPV)进一步验证。差分伏安脉冲法(DPV)是一种非破坏性的测试方法, 通过正扫(从初始电位向更正电位扫描)与负扫(从初始电位更负电位扫描)结合的方式较为灵敏的检测测试体系中微量的氧化还原物质[26-27], DPV技术因其高灵敏度和抗背景干扰特性, 可有效解析复杂生物体系中细胞色素c的电子传递机制, 其峰值电位差(ΔE)与峰值电流(ip)的变化规律为评估微生物代谢活性提供了定量依据。较小的ΔE揭示更高效的电子转移过程, 较大的ip则对应更高的细胞色素c浓度及代谢强度[28]。
如图 2所示, 实验在多种浓度条件下均检测到细胞色素c的特征电化学峰[29], 其氧化还原峰对分别位于不同电位区间。通过差分脉冲伏安法(DPV)对ΔE和ip的系统分析发现: ΔE的减小表明细胞色素c的电子转移阻力减小, 反应动力学更优, 这可能源于浓度提升或微生物代谢活性增强; 而ip的增大则直接反映该分子浓度增加及其参与的氧化还原反应强度提升[30]。
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| 图 2 D. bizertensis在不同浓度Bio-FeS的体系DPV曲线图 Fig. 2 DPV curves of D. bizertensis in different concentrations of Bio-FeS systems |
在阴极电位施加30 h后进行DPV、EIS及CV测试。如图 2及图 3所示, 当加入不同浓度Bio-FeS后ΔE有着不同程度的升高与降低。当未加Bio-FeS时ΔE最高, 这说明体系内电子转移阻力较大, 当加入20 mg/L浓度Bio-FeS后ΔE降低, ip从−44.4 μA/ 41.3 μA上升至−56.9 μA/144.1 μA。从I-t曲线可知20 mg/L浓度Bio-FeS的加入导致电流密度相对于未加入Bio-FeS的体系有着不同程度的提高, 且DPV峰值电流密度有着明显提升, 这可能说明20 mg/L Bio-FeS的加入使得细胞色素c的合成有显著提升。但当Bio-FeS浓度提高至40 mg/L与60 mg/L虽然显著下降但ip却相较于A0有着明显降低, 但I-t曲线表明两种浓度的加入使得阴极电流密度存在明显峰值, 这可能说明这两张浓度的Bio-FeS并未使得D. bizertensis提高细胞色素c的合成量, 而是主要通过电子导管的形式加速D. bizertensis的胞外电子传递。
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| 图 3 不同浓度Bio-FeS体系的Omc-Cyts电位差值 Fig. 3 Potential difference between Omc-Cyts in FeS systems of the same concentration |
高浓度的Bio-FeS, 尤其是加入80 mg/L和100 mg/L的体系中电流密度及DPV峰值电流密度显著高于其他浓度, 这可以说明80 mg/L和100 mg/L质量浓度Bio-FeS的加入可能抑制细菌附着但通过增加细胞合成细胞色素c进而加速D. bizertensis的胞外电子传递。
循环伏安法(CV)虽然相较于DPV的精准度较低, 但可以从宏观角度解释体系内微生物的氧化还原特性, 并且CV曲线的封闭区域的积分面积与系统双电层电容特性呈正相关[31]。
如图 4所示, 6个体系的CV曲线面积分别为0.07 mA·V、0.07 mA·V、0.05 mA·V、0.04 mA·V、0.34 mA·V、0.31 mA·V, 因此加入80 mg/L、100 mg/L有着更大的积分面积, 代表其电极界面双电层存储电荷的能力得到显著增强。
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| 图 4 不同浓度Bio-FeS体系的CV曲线 Fig. 4 CV curves of FeS systems at different concentrations |
CV在扫描过程中会产生阴极与阳极两个不同方向的电压, 对应还原与氧化反应, 所产生的峰值电流大小标志着体系内氧化还原能力的大小, 添加20 mg/L、40 mg/L、60 mg/L、80 mg/L和100 mg/L FeS的体系均存在多个氧化还原峰。在−0.09 V及−0.22 V处存在两个还原峰, 80 mg/L与100 mg/L体系在−0.73 V处存在单个的氧化峰。先前的研究发现−0.09 V及−0.22 V为细胞色素c及过氧化氢酶的特征峰值, 而−0.73 V处峰值被认为是氢化酶至H的氧化[29, 30, 32-33]。这说明Bio-FeS的加入显著增强了细胞色素c的合成、过氧化氢酶和氢化酶的活性, 进而增强SRB的氧化还原能力。80 mg/L与100 mg/L Bio-FeS体系的电流密度峰值显著高于其他体系, 这说明高浓度Bio-FeS对SRB的作用更加显著。
为进一步验证CV分析结果, 选择使用紫外分光光度计对体系内细胞色素c含量进行检测。如图 5所示, 在409 nm处为细胞色素c特征吸收峰, 随着体系内Bio-FeS浓度的增加, 在409 nm处吸光值有着明显的上升, 这进一步验证了CV测试结果。
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| 图 5 不同浓度FeS体系内细胞色素c紫外吸光值 Fig. 5 Ultraviolet absorbance values of cytochrome c in FeS systems of different concentrations |
通过电化学阻抗谱(EIS)测试, 对体系内的电荷传递能力进行表征, 并通过拟合等效电路模型获取相应的电化学参数。采用Rs(Qf(Rf)(Qdl(Rct))的等效电路进行拟合分析, 其中Rs代表溶液电阻, Qf与Rf分别表示与界面生物膜的常相位元件及膜电阻, Qdl与Rct分别表示双电层常相位元件及电荷转移电阻。如图 6所示, 不同Bio-FeS添加量下体系的EIS测试结果, 表 1为基于等效电路通过Zview软件拟合后各阻值参数。
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| 图 6 不同浓度FeS体系的电化学阻抗谱曲线 Fig. 6 Electrochemical impedance spectroscopy (EIS) curves of FeS systems with different concentrations |
| 反应体系 | 溶液电阻Rs/Ω | 电荷转移电阻Rct/kΩ |
| A0 | 30.10 | 67.22 |
| A20 | 21.78 | 43.39 |
| A40 | 20.90 | 31.28 |
| A60 | 19.63 | 27.96 |
| A80 | 20.59 | 21.01 |
| A100 | 27.74 | 19.68 |
随着Bio-FeS浓度的增加, 体系的Rs和Rct均呈现出显著的下降趋势, 与未添加Bio-FeS的体系相比, 当Bio-FeS浓度分别为20 mg/L、40 mg/L、60 mg/L、80 mg/L和100 mg/L时, Rs由开始的30.10 Ω下降至21.78 Ω、20.90 Ω、19.63 Ω、20.59 Ω和27.74 Ω; 同时, Rct也出现显著降低, 从67.22 kΩ降低至43.39 kΩ、31.28 kΩ、27.96 kΩ、21.01 kΩ和19.68 kΩ。Rs的降低表明溶液的离子浓度增加, 而Rct的降低代表电荷在电极/电解液界面的转移能力显著增强。
溶液电阻Rs通常与体系中溶解离子的浓度密切相关[34], 当体系内离子浓度升高时, 溶液的导电性增强, 从而导致Rs值下降。尽管Bio-FeS溶解度极小, 但在溶液中依然会有少量的Fe2+和S2−, 这些溶解的离子增加了体系中的离子浓度, 进而导致Rs显著下降。当Bio-FeS浓度增加到40 mg/L及以上时, Rs的下降趋势逐渐趋于平缓, 表明在此浓度范围内FeS的溶解已接近饱和, 体系内的离子浓度达到平衡, 由此可以推测在高浓度Bio-FeS条件下, 溶解离子浓度对溶液电阻的影响已接近最大值。
Rct的降低反映了电荷传递能力的增强, 而这种增强主要来源于Bio-FeS优秀导电性能。在无Bio-FeS添加时, 电极/电解液界面主要依赖溶液中的离子传导, 电荷转移效率较低, 因此Rct较大。当Bio-FeS引入体系后, 其本身的导电性使其能够在电极/电解液界面处形成电子传输通道, 从而显著降低了界面的电荷转移电阻。随着Bio-FeS浓度的增加, 进一步增强了电荷的传递能力。
Bio-FeS在溶液中的溶解性可能是影响体系内阻变化的重要因素之一。尽管FeS在水溶液中的溶解度极低, 但在海洋环境或厌氧环境下, 特别是在SRB的作用下, FeS仍可缓慢溶解, 释放出Fe2+和S2−。这些溶解产物不仅增加了溶液的离子浓度, 使Rs降低, 同时溶解的Fe2+还可能进一步与硫酸盐反应生成新的沉淀产物, 从而改变体系的电化学特性。
通过EIS测试与等效电路拟合结果可知, Bio-FeS的引入显著降低了体系的溶液电阻Rs和电荷转移电阻Rct。Rs的下降主要归因于Bio-FeS的溶解导致体系内离子浓度增加, 而Rct的降低则表明Bio-FeS优异的导电性显著增强了电极/电解液界面的电荷转移能力。随着Bio-FeS浓度的增加, Rct持续下降, 表明此时电荷转移能力达到饱和。
3 结论本研究系统地揭示了不同浓度的生物合成FeS (Bio‑FeS)对D.bizertensis SY‑1胞外电子传递(EET)能力的影响, 并深入研究了其作用机制。
(1) D. bizertensis SY‑1具备从电极表面获取电子的能力, 且随着Bio‑FeS浓度的增加, A80和A100组的电流密度峰值最为明显, 说明高浓度Bio‑FeS能够显著增强EET效率。
(2) 在低浓度Bio-FeS(20~60 mg/L)条件下, Bio‑ FeS主要作为电子导管通过降低胞外至胞内需要克服的生物性电子传递阻力而增强细菌胞外电子传递能力, 但并未引起细胞色素c含量的显著变化; 而在高浓度(80~ 100 mg/L)条件下, 除ΔE进一步缩小、电流峰值显著升高外, 高浓度Bio‑FeS不仅强化了电子输运通道, 还刺激了胞外功能性电子载体(细胞色素c、氢化酶等)的合成, 双重作用协同增强了D.bizertensis SY‑1的EET能力。
(3) 加入低浓度Bio-FeS的体系Rs、Rct呈现平稳下降, 说明导电纳米颗粒的物理存在即能明显改善导电性能; 高浓度时Rs下降趋缓而Rct持续下降, 则凸显了生物合成FeS在催化微生物自身电子传递机制中的活性调节作用。
Bio‑FeS加速D. bizertensis SY‑1胞外电子传递的机理具有浓度依赖特征, 在20~60 mg/L范围内主要发挥电子导管功能, 通过物理附着与纳米结构导电性降低电子转移阻力; 在80~100 mg/L高浓度条件下, 除物理导电效应外, 还通过诱导微生物合成更多电子传递介体来增强EET动力学, 从而使EET效率进一步提升。
本研究补充了现有导电纳米颗粒加速胞外电子传递的微生物学与电化学基础, 而且首次揭示了生物合成FeS对细胞色素等功能性介体合成的促进作用, 为理解海洋环境中SRB与铁硫化合物相互作用提供了新视角。
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