2025, Vol. 49
文章信息
- 崔晓迪, 董逸, 刘汇芹, 李可轩, 王金霞. 2025.
- CUI Xiaodi, DONG Yi, LIU Huiqin, LI Kexuan, WANG Jinxia. 2025.
- 大型海藻-硝化细菌共培养处理养殖尾水的研究
- Study on the treatment of aquaculture effluents using coupled cultivation of macroalgae and nitrifying bacteria
- 海洋科学, 49(9): 28-37
- Marine Sciences, 49(9): 28-37.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20250215001
-
文章历史
- 收稿日期：2025-02-15
- 修回日期：2025-04-22
2. 中国科学院大学, 北京 100049;
3. 中国科学院海洋研究所 海洋生态与环境科学重点实验室, 山东 青岛 266071;
4. 中国海洋大学 海洋生命学院, 山东 青岛 266071
2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China;
3. CAS Key Laboratory of Marine Ecology and Environment Sciences, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China;
4. College of Marine Life Sciences, Ocean University of China, Qingdao 266071, China
中国拥有世界上规模最大的水产养殖业, 而养殖尾水的排放也给环境带来巨大压力。据《第二次全国污染源普查公报》, 中国水产养殖业涉及全国2 843个区县, 化学需氧量、氨氮、总氮和总磷的年排放量为66.60×105、2.23×105、9.91×105和1.61×105 t, 分别是工业源相应污染物排放量的0.73倍、0.50倍、0.64倍及2.03倍[1]。
与传统的养殖方式相比, 工厂化循环水养殖具有节水、节地、高密度、集约化等特点, 目前已在中国沿海及内陆地区得到快速推广和应用[2]。循环水养殖系统主要通过好氧的硝化细菌将氨氮经亚硝氮转化成对养殖生物毒性较弱的硝酸氮[3], 但由于缺乏植物环节, 水体中的硝酸氮和磷酸盐难以去除并大量积累, 单一的微生物处理技术难以对富含氮磷的养殖尾水进行有效处理。
藻类在生长过程中会不断吸收水体中的无机氮磷, 对富营养化水体具有很好的生态修复功能。早在1957年, OSWALD等[4]就提出利用藻类来吸收水中的氮磷, 净化污水。研究发现, 相比于单独使用藻或菌来进行废水处理, 藻菌共生体系具有更好的修复效果和更强的稳定性[5]。SHEN等[6]将小球藻和细菌共固定来处理废水, 发现共固定化处理比单一处理具有更高的氨氮、磷酸盐和COD去除率, POSADAS等[7]也表明, 藻类-细菌生物膜在氮的去除效率上优于单一细菌构成的生物膜。由于藻类-细菌联合进行的尾水处理具有经济性和环保性, 因此这种绿色处理技术越来越受到关注[8–11]。
受大型藻形态大小和生活史限制, 目前用于水处理的藻菌共生体系研究多集中于微藻和细菌[12, 13]。与微藻相比, 大型藻易于采收, 且在养殖环境修复方面有独特优势[14], 如石莼属(Ulva)因具有较强的氮磷吸收能力、环境耐受性以及相对较低的附生敏感性[15–17], 被认为是修复海水养殖尾水的理想“生物净化器”[18]。然而, 关于大型海藻和硝化细菌共培养进行养殖尾水处理的相关研究尚未见报道。
本实验室利用细胞全能性获得的孔石莼(Ulva pertusa)无性系已摆脱生活史限制, 利用其进行水质处理无季节性问题; 且孔石莼无性系具有灵活的形态建成, 可以根据需要人为控制藻体大小[19]。本研究以孔石莼无性系和硝化细菌为研究对象, 通过固定化技术构建藻-菌共生体系, 研究其对氨氮、亚硝酸盐氮、硝酸盐氮和磷酸盐的去除效果, 并初步探究大型藻-硝化细菌共培养的协同增效机理, 为优化养殖尾水处理工艺提供理论依据, 推动绿色水产养殖模式的可持续发展。
1 材料和方法 1.1 实验材料所用海藻为实验室构建并保存的孔石莼无性克隆系[19]; 硝化细菌购于某公司, 为欧洲亚硝化单胞菌(Nitrosomonas europaea)和维氏硝化杆菌(Nitrobacter winogradskyi)的混合菌剂。
1.2 实验方法 1.2.1 藻菌球的制备孔石莼-硝化细菌藻菌球的制备流程如图 1所示: 基于预实验的筛选结果, 将孔石莼丝状体无性系和硝化细菌按不同体积比(0∶5、2∶0、2∶5、2∶10和2∶15)加入到2%的海藻酸钠(SA)溶液中混匀, 用滴管吸取混合液, 匀速滴入2%的CaCl2溶液中, 形成直径约为4 mm的小球, 静置交联1 h后过滤, 用无菌水将微球冲洗3遍, 得到不同藻菌比例的藻菌球。整个过程在室温下于超净台中操作。
 |
| 图 1 固定化藻菌球制备流程 Fig. 1 Preparation process of immobilized algal-bacterial beads |
在实验前, 将制备得到的藻菌球置于灭菌海水中, 在温度为(24±1) ℃、光强为60 μmoL /(m2·s)的条件下维持12 h, 以减少孔石莼和硝化细菌因固定而产生的应激效应。
1.2.2 模拟养殖尾水的配制参考对虾养殖尾水中营养物质浓度的变化范围[20, 21], 用灭菌海水配制模拟养殖尾水, 具体参数如表 1所示:
| 指标 | 数值 |
| NH4+-N浓度/(μmol·L–1) | 698 |
| NO2–-N浓度/(μmol·L–1) | 0.7 |
| NO3–-N浓度/(μmol·L–1) | 18 |
| PO43–-P浓度/(μmol·L–1) | 19 |
| 盐度 | 30 |
| pH | 8.2 |
将不同藻菌混合比例的固定化微球置于含1 000 mL模拟养殖尾水的锥形瓶中, 温度(24±1)℃, 光照强度60 μmoL /(m2·s), 光暗周期为12 h∶12 h, 定时摇匀, 分别在第0、6、12、24、30、36及48小时时取样测定水中无机氮磷的浓度, 以空白固定化微球做对照, 每个处理组设3个重复。
氨氮、硝酸盐、亚硝酸盐、磷酸盐含量的测定参照海洋监测规范(GB 17378.4—2007)[22], 分别采用纳氏试剂法、重氮-偶氮法、锌镉还原法和磷钼蓝分光光度计法测定; 光照强度采用光谱照度计(双色云谱HP330)测定; 溶解氧和pH分别采用荧光光纤氧气测量仪(FireStingO2)和pH计(雷磁PHS-3C)测定。
1.4 藻菌球结构及藻体生长观察利用Olympus光学显微镜(DP74)观察孔石莼无性系的生长情况, 并利用扫描电镜(Hitachi-3400N)对藻菌球的内部结构进行观察。
1.5 孔石莼光合特性的测定为考察硝化细菌对孔石莼光合特性的影响, 将固定化单藻及不同藻菌混合比例的藻菌球置于模拟养殖尾水中, 在温度(24±1) ℃, 光照强度60 μmoL /(m2·s), 光暗周期为12 h∶12 h的条件下进行实验。每48 h更换1次新鲜的模拟养殖尾水, 每个组设3个重复。5 d后, 取藻菌球于海水配制的5%柠檬酸钠溶液中脱固定化, 抽滤收集孔石莼丝状体, 分别测定其光合色素含量和叶绿素荧光参数。
光合色素测定: 称取0.05 g鲜质量的孔石莼丝状体于离心管中, 加入9 mL无水甲醇, 在4 ℃避光条件下浸提24 h后, 离心取上清液, 分别测定480、510、652、665和750 nm波长下的吸光值, 根据下列公式计算藻体色素含量[23]:
式中: V表示使用无水甲醇的体积(mL); M表示藻体的鲜质量(g)。
叶绿素荧光参数: 取一定量的无性系孔石莼丝状体黑暗处理15 min后, 使用叶绿素荧光成像系统(FluorCam 800MF)测定最大光化学效率(Fv/Fm)、实际光化学效率(ΦPSII)、光化学淬灭系数(qP)和非光化学淬灭系数(NPQ)等光合参数。
1.6 数据处理使用Origin软件和excel软件进行数据处理与分析, 并对各组数据进行单因素方差分析, P<0.05作为差异显著性水平。
2 结果与分析 2.1 藻菌球的构建将孔石莼无性系与硝化细菌分别按体积比0∶5、2∶0、2∶5、2∶10和2∶15固定化, 得到微球: 单菌球B、单藻球A和藻菌球AB-1、AB-2、AB-3。单藻球呈浅绿色, 单菌球的颜色为淡黄色, 藻菌球随着硝化细菌的量的增加呈现不同程度的黄绿色(图 2)。
 |
| 图 2 不同藻菌比例的固定化微球 Fig. 2 Immobilized algal-bacterial beads with different algal-bacterial ratios 注: CK.空白球; A. 单藻球; B. 单菌球; AB-1、AB-2、AB-3. 不同藻菌比的藻菌球 |
每个固定化小球形成相对独立的空间, 构成藻菌相互作用的微环境。利用扫描电子显微镜对固定化小球横截面进行了观察(图 3), 藻菌球内部呈现结构致密均匀的网状结构, 有丰富的褶皱和孔隙, 可为硝化细菌的附着生长提供较大的比表面积, 并有利于营养物质的进入以及代谢产物的输送。
 |
| 图 3 固定化微球横截面扫描电子显微镜图像 Fig. 3 Cross-sectional scanning electron microscope image of immobilized microspheres 注: 红色箭头表示被固定在微球中的孔石莼无性系 |
将等量藻菌球置于模拟养殖尾水中进行实验, 通过检测水体中的无机氮磷浓度变化情况, 来分析比较不同组别藻菌球的水处理效果。
2.2.1 藻菌球对无机氮磷的吸收不同藻菌比例的微球对养殖尾水中的无机氮磷吸收情况如图 4所示。如前所述, 藻菌球AB-1中的孔石莼和硝化细菌的量分别与单藻组和单菌组相同, 而AB-2、AB-3是在孔石莼量不变的情况下增加了硝化细菌的含量, 故在无机氮磷吸收过程中, 藻菌组和单藻组、单菌组的明显不同, 而3个藻菌组之间的差异较小。
 |
| 图 4 不同组别水体中无机氮磷的浓度变化 Fig. 4 Variation in inorganic nitrogen and phosphorus concentrations in different water groups |
藻菌共生组对氨氮(NH4+-N)的去除率在24 h内达到76%~84%, 显著高于单藻组(56%)和单菌组(51%); 到第48小时时, 藻菌共生组和单藻组对氨氮的去除率均达到98%以上, 而单菌组的去除率仅为65%, 远低于藻菌共生组和单藻组(图 4a)。单菌组水体中的NO2–-N和NO3–-N浓度在整个实验过程中持续升高; 藻菌共生组水体中的NO2–-N、NO3–-N浓度在前24 h内逐渐上升, 随后迅速下降, 实验结束时几乎降至0; 单藻组水体中的NO2–-N和NO3–-N浓度始终低于对照组, 在前30 h单藻组水体中NO3–-N的浓度下降缓慢, 30 h之后才开始迅速下降(图 4b、图 4c)。
单菌组的氨氮去除率最低, 同时水体中的亚硝酸盐浓度持续升高, 这是由于实验中没有通气, 水体中含氧量降低, 导致其活性和硝化能力降低所致。相比之下, 在藻菌共生组中, 孔石莼通过光合作用产生O2, 为好氧的硝化细菌提供了有利的生长环境, 促进了硝化细菌对NH4+-N和NO2–-N的利用和转化。随着硝化细菌比例的增加, 藻菌共生组对NO3–-N的吸收速率提高, 表明硝化细菌促进了孔石莼对无机氮的吸收。当NH4+-N和NO3–-N两种形态的氮同时存在时, 藻类会优先利用NH4+-N, 直至其浓度显著降低后, 才开始吸收NO3–-N[24], 因此本实验中单藻组水体中的NO3–-N浓度在30 h后才开始逐渐下降。
藻菌球对模拟养殖尾水中磷的吸收如图 4d所示。单菌组和对照组水体中PO43–-P浓度的降低可能是由于海藻酸钠微球本身的吸附作用[21]; 单藻组水体中PO43–-P浓度从最初值19.4降至0.97 μmol/L, 去除率约为95%, 而藻菌共生组对PO43–-P的去除率均高于98.2%, 且随着藻菌共生组中细菌比例的增加, 磷酸盐(PO43–-P)的去除速率也随之提高。
2.2.2 溶解氧的变化由于实验过程中没有进行外部曝气, 对模拟养殖水处理过程中的溶解氧(Dissolved Oxygen, DO)含量进行了监测。如图 5所示, 在第36小时时, 除了单藻组(A), 其他组别(B、AB-1、AB-2和AB-3)的溶解氧都有着不同程度的下降, 特别是单菌组水体中的溶解氧含量降低到了1.79 mg/L。不同比例的藻菌组的溶解氧含量差别不大, 分别为4.51、4.84、4.96 mg/L, 均低于初始时的7.01 mg/L。
 |
| 图 5 36 h时不同组别水体中的溶解氧浓度 Fig. 5 Dissolved oxygen content in different water groups |
硝化细菌是好氧菌, 当水体中溶解氧含量低于4 mg/L时, 亚硝化单胞菌的活性会受到抑制; 而当溶解氧含量低于2 mg/L时, 硝化细菌的活性也会受到影响[25], 在本实验进行到36 h时, 单菌组水体中的DO质量浓度已低于2 mg/L, 导致硝化细菌的活性被抑制。由于硝化细菌通过呼吸作用释放的CO2能够促进孔石莼的光合放氧, 因此在本实验的藻菌比例范围内, 随着细菌数量的增水体中的DO水平反而略有升高, 藻类与细菌之间的协同作用使得藻菌共生组水体中的DO维持在4~5 mg/L。
2.3 藻菌球中的藻菌生长情况对藻菌共培养过程中的硝化细菌与大型藻的生长情况进行了观察。将共培养5 d后的藻菌球脱固定化, 显微镜下观察发现相较于单藻组(A), 藻菌组中孔石莼无性系的分枝数量和长度明显增加, 而AB-1、AB-2和AB-3这3组之间的形态没有明显差别(图 6)。在单藻组A中, 孔石莼无性系的相对生长率约为2.55%; 而在藻菌组中, 孔石莼无性系的相对生长率约为3.17%~4.56%, 可见硝化细菌促进了孔石莼无性系的生长, 但对藻体形态建成没有明显影响。
 |
| 图 6 不同组别中孔石莼无性系的显微观察图像 Fig. 6 Microscopic observation images of the asexual strain of Ulva pertusa in different groups |
扫描电镜观察发现孔石莼藻体表面有大量硝化细菌聚集生长(图 7), 说明孔石莼没有对硝化细菌的生长产生抑制, 二者或已形成互惠的共生关系。
 |
| 图 7 藻菌球横截面扫描电子显微镜图像 Fig. 7 Cross-sectional scanning electron microscope images of algal-bacterial beads 注: 红色箭头为孔石莼无性系藻体, 黑色箭头为附着在孔石莼表面的菌群 |
在考察硝化细菌对孔石莼生长和形态影响基础上, 进一步探究其对大型藻光合特性的影响, 分析藻菌耦合培养下孔石莼无性系的光合色素含量和叶绿素荧光参数。
2.4.1 光合色素含量如图 8所示, 随着硝化细菌比例的增加, 孔石莼中叶绿素a、叶绿素b和类胡萝卜素含量均显著升高(P<0.05)。当藻菌比达到2∶15时, 孔石莼的叶绿素a、叶绿素b和类胡萝卜素含量分别达到0.994、0.632和0.633, 相较于单藻组分别提高了65.4%、37.8%和56.7%。硝化细菌的存在促进了孔石莼的光合色素合成。光合色素含量与植物的生长状况和吸收传递光能能力成正相关[26], 说明硝化细菌可能通过促进孔石莼的光合作用提高其生长速度, 进而加强了藻类对水体中无机氮磷的吸收。
 |
| 图 8 不同藻菌比下孔石莼的光合色素含量 Fig. 8 Photosynthetic pigment content of Ulva pertusa under different algal-bacterial ratios |
为进一步考察硝化细菌的存在对孔石莼光合作用的影响, 对孔石莼无性系进行了叶绿素荧光参数的测定, 包括Fv/Fm、ΦPSII、qP和NPQ。
Fv/Fm代表了藻体PSⅡ反应中心内的光能转换效率和潜在的最大光合能力, 能够反映植物的生长状态。随着硝化细菌比例的增加, 孔石莼的Fv/Fm有所增加, 但未表现出显著性差异(P>0.05)。
ΦPSII反映了PSⅡ中叶绿素将吸收的光能用于光化学反应的比例。如图 9c所示, 添加硝化细菌后, 藻菌共生组的ΦPSII显著高于单藻组(P＜0.05), 表明硝化细菌的加入显著提升了藻细胞的实际光化学效率。qP可直观地反映光反应阶段光能的利用效率, 其变化趋势与ΦPSII一致(图 9b)。当藻菌比为2∶15时, 孔石莼的ΦPSII和qP值最高为0.393和0.52, 相较于单藻组分别提高了10.3%和5%。
 |
| 图 9 不同藻菌比下孔石莼的叶绿素荧光参数 Fig. 9 Chlorophyll fluorescence parameters of U. pertusa under different algal-bacterial ratios |
NPQ反映了植物吸收的光能中以热形式耗散的部分所占的比例。在本研究中, 藻菌共生组中的孔石莼NPQ值均显著低于单藻组(P<0.05), 进一步证明硝化细菌的加入降低了光能的热耗散, 提高了孔石莼对光能的利用效率。
3 讨论硝化细菌与孔石莼无性系耦合培养, 二者协同处理养殖尾水的作用过程如图 10所示。在藻菌球内部, 好氧的硝化细菌将氨氮转化为亚硝酸盐和硝酸盐, 同时放出二氧化碳; 孔石莼能够吸收无机氮盐, 同时通过光合作用吸收二氧化碳放出氧气, 与硝化细菌的代谢过程正好互补, 二者的协同作用促进彼此生长的同时, 也加速了对外部环境中的无机氮磷的吸收。
 |
| 图 10 孔石莼无性系-硝化细菌耦合培养处理养殖尾水 Fig. 10 Coupled cultivation of the asexual strain of Ulva pertusa with nitrifying bacteria for the treatment of aquaculture effluents |
已有报道表明部分细菌自身代谢会产生信号分子、维生素和无机碳源等促进藻类生长[27], 细菌代谢产生的维生素会被藻类吸收利用, 细菌的存在还会提高藻细胞中B族维生素、脂肪酶和酯酶合成相关基因的丰度[28]。还有研究表明, 一些菌的存在会改变大型藻的形态建成[29, 30]。本研究中硝化细菌能够明显增加孔石莼无性系的分枝数量和长度、促进孔石莼的生长, 对藻体生长形态未见影响。
硝化细菌对大型藻的影响也体现在其对藻体光合作用的提高上。一般来说, 藻类的Fv/Fm约为0.65[31], 且在非胁迫条件下变化极小, 本实验中孔石莼无性系的Fv/Fm均大于0.65, 说明孔石莼生长状况良好, 硝化细菌的加入没有对其产生不利影响; 藻菌共生组中孔石莼的ΦPSII和qP要显著高于单藻组, 并且NPQ值要显著低于单藻组, 说明藻菌共生组将捕获的光能用于光合作用的比例更高, 即藻菌共生组中的孔石莼对光能的利用能力更强。ZHOU等[32]研究固定化藻菌共生颗粒(ABSPs)的固碳能力时也发现, 藻菌共生(AB)可以进一步提高光合参数的水平, 他们认为卡尔文循环和光合系统的增强是ABSPs固碳能力增强的主要原因。BILANOVIC等[33]的研究也指出, 细菌可能是通过降低藻细胞表面光合氧的局部浓度, 从而消除了藻细胞的氧限制, 来促进藻细胞的光合作用。本实验中, 硝化细菌通过呼吸作用释放的CO2提高了藻菌共生组环境中的CO2浓度, 这种增加的CO2供应可能加速了孔石莼的卡尔文循环, 并提高了光系统II(PSII)的电子传递速率, 从而促进了孔石莼的光合作用效率。对孔石莼光合色素含量的测定特别是叶绿素a含量的显著增加(图 8), 说明在藻菌共生组中孔石莼的光合作用性能得到加强。
光合作用参数的总体结果表明, 藻菌共生组中孔石莼吸收、传递和转化光能的能力相比单藻组都得到了进一步提升, 藻类生长能力的提升在很大程度上归因于硝化细菌对其光合作用过程的促进作用。可见, 在藻类培养过程中适量硝化细菌的加入有利于藻类的生长。本实验结果不但可用于养殖水处理, 对大型海藻育苗及藻类的高密度培养也有参考意义。
4 结论在本研究中, 利用孔石莼无性系和硝化细菌的协同作用进行养殖尾水处理, 不但提高了对水体中的氮磷的去除效果, 还可以弥补单菌无法吸收养殖尾水中硝态氮和磷酸盐的的不足, 且两者的互利共生使得藻菌组的脱氮除磷效果优于单藻组和单菌组。此外, 藻菌共生还促进了藻叶绿素的积累、提高了藻的光合效率。孔石莼通过光合作用吸收CO2、放出O2, 满足了硝化细菌生长代谢对O2的需求。这种大型藻和硝化细菌的耦合应用不仅有助于减少温室气体的排放, 还能够在养殖尾水处理过程中降低对外部曝气的依赖程度, 从一定层面上降低了养殖尾水处理的能源成本, 为实现可持续的养殖尾水处理提供了新的技术路径与理论依据。
| [1] |
中华人民共和国生态环境部, 国家统计局, 农业农村部. 关于发布《第二次全国污染源普查公报》的公告(公告2020年第33号) [EB/OL]. (2020-06-09) [2025-02-15]. https://www.mee.gov.cn/xxgk2018/xxgk/xxgk01/202006/t20200610_783547.html. Ministry of Ecology and Environment, National Bureau of Statistics, Ministry of Agriculture and Rural Affairs, People's Republic of China. Announcement on the release of the "Second National Pollution Source Census Bulletin" (Announcement No. 33 of 2020) [EB/OL]. (2020-06-09) [2025-02-15]. https://www.mee.gov.cn/xxgk2018/xxgk/xxgk01/202006/t20200610_783547.html |
| [2] |
LI H, CUI Z, CUI H, et al. Hazardous substances and their removal in recirculating aquaculture systems: A review[J]. Aquaculture, 2023, 569: 739399. DOI:10.1016/j.aquaculture.2023.739399 |
| [3] |
EBELING J M, TIMMONS M B, BISOGNI J J. Engineering analysis of the stoichiometry of photoautotrophic, autotrophic, and heterotrophic removal of ammonia–nitrogen in aquaculture systems[J]. Aquacu lture, 2006, 257(1-4): 346-358. |
| [4] |
OSWALD W J, GOTAAS H B. Photosynthesis in sewage treatment[J]. Transactions of the American Society of Civil Engineers, 1957, 122: 73-105. DOI:10.1061/TACEAT.0007483 |
| [5] |
SUBASHCHANDRABOSE S R, RAMAKRISHNAN B, MEGHARAI M, et al. Consortia of cyanobacteria/microalgae and bacteria: Biotechnological potential[J]. Biotechnology Advances, 2011, 29(6): 896-907. DOI:10.1016/j.biotechadv.2011.07.009 |
| [6] |
SHEN Y, GAO J, LI L. Municipal wastewater treatment via co-immobilized microalgal-bacterial symbiosis: Microorganism growth and nutrients removal[J]. Bioresource Technology, 2017, 243: 905-913. DOI:10.1016/j.biortech.2017.07.041 |
| [7] |
POSADAS E, GARCÍA-ENCINA P A, SOLTAU A, et al. Carbon and nutrient removal from centrates and domestic wastewater using algal–bacterial biofilm bioreactors[J]. Bioresource Technology, 2013, 139: 50-58. DOI:10.1016/j.biortech.2013.04.008 |
| [8] |
LEE C S, LEE S A, KO S R, et al. Effects of photoperiod on nutrient removal, biomass production, and algal-bacterial population dynamics in lab-scale photobioreactors treating municipal wastewater[J]. Water Research, 2015, 68: 680-691. DOI:10.1016/j.watres.2014.10.029 |
| [9] |
YE T, LI M, LIN Y, et al. An effective biological treatment method for marine aquaculture wastewater: Combined treatment of immobilized degradation bacteria modified by chitosan-based aerogel and macroalgae (Caulerpa lentillifera)[J]. Aquaculture, 2023, 570: 739392. DOI:10.1016/j.aquaculture.2023.739392 |
| [10] |
SHEN Y, GAO J, LI L. Municipal wastewater treatment via co-immobilized microalgal-bacterial symbiosis: Microorganism growth and nutrients removal[J]. Bioresource Technology, 2017, 243: 905-913. DOI:10.1016/j.biortech.2017.07.041 |
| [11] |
LI Y, YANG X, WONG M, et al. Atrazine biodegradation in water by co-immobilized Citricoccus sp. strain TT3 with Chlorella vulgaris under a harsh environment[J]. Algal Research, 2023, 70: 102994. DOI:10.1016/j.algal.2023.102994 |
| [12] |
ZHANG Q, ZHANG C, ZHU Y, et al. Effect of bacteria-to-algae volume ratio on treatment performance and microbial community of a novel heterotrophic nitrification-aerobic denitrification bacteria-chlorella symbiotic system[J]. Bioresource Technology, 2021, 342: 126025. DOI:10.1016/j.biortech.2021.126025 |
| [13] |
QIXIN L, XUAN F, ZHIYA S, et al. Enhanced wastewater treatment performance by understanding the interaction between algae and bacteria based on quorum sensing[J]. Bioresource Technology, 2022, 354: 127161. DOI:10.1016/j.biortech.2022.127161 |
| [14] |
杨洋, 王金霞, 王昭萍, 等. 无性系石莼对皱纹盘鲍稚鲍生长与存活及其养殖水质的影响[J]. 海洋湖沼通报, 2021, 43(3): 70-76. YANG Yang, WANG Jinxia, WANG Zhaoping, et al. Effects of clonal Ulva on the growth, survival rate and water quality of juvenile abalone (Haliotis discus hannai Ino)[J]. Transactions of Oceanology and Limnology, 2021, 43(3): 70-76. |
| [15] |
DE PAULA SILVA P H, MCBRIDE S, DE NYS R, et al. Integrating filamentous 'green tide' algae into tropical pond-based aquaculture[J]. Aquaculture, 2008, 284(1-4): 74-80. DOI:10.1016/j.aquaculture.2008.07.035 |
| [16] |
LAWTON R J, MATA L, DE NYS R, et al. Algal bioremediation of waste waters from land-based aquaculture using Ulva: Selecting target species and strains[J]. PLOS One, 2013, 8(10): e77344. DOI:10.1371/journal.pone.0077344 |
| [17] |
MASSOCATO T F, ROBLES-CARNERO V, VEGA J, et al. Short-term nutrient removal efficiency and photosynthetic performance of Ulva pseudorotundata (Chlorophyta): potential use for Integrated Multi-Trophic Aquaculture (IMTA)[J]. Journal of Applied Phycology, 2023, 35(1): 233-250. DOI:10.1007/s10811-022-02888-8 |
| [18] |
DRAWBRIDGE M, HUO Y, FANNING E, et al. Growth, productivity and nutrient removal rates of sea lettuce (Ulva lactuca) in a land-based IMTA system with white seabass (Atractoscion nobilis) in Southern California[J]. Aquaculture, 2024, 587: 740836. DOI:10.1016/j.aquaculture.2024.740836 |
| [19] |
王金霞, 李爱芬, 周百成. 大型海藻无性系微球体构建和反应器培养研究[J]. 海洋科学, 2011, 35(2): 17-21. WANG Jinxia, LI Aifen, ZHOU Baicheng. Studies on developments of microspheres from macroalgal clones and cultivations in airlift photobioreactor[J]. Marine Sciences, 2011, 35(2): 17-21. |
| [20] |
MERIL D, PILIYAN R, PERUMAL S, et al. Efficacy of alginate immobilized microalgae in the bioremediation of shrimp aquaculture wastewater[J]. Process Biochemistry, 2022, 122: 196-202. DOI:10.1016/j.procbio.2022.08.030 |
| [21] |
LI X, SUN X, ZHOU X, et al. Fabrication of immobilized algal-bacterial beads and its application in synthetic mariculture tail water treatment[J]. Process Safety and Environmental Protection, 2022, 166: 158-165. DOI:10.1016/j.psep.2022.08.005 |
| [22] |
全国海洋标准化技术委员会(SAC/TC 283). 海洋监测规范-第4部分: 海水分析: GB 17378.4-2007[S]. 北京: 中国标准出版社, 2007. National Technical Committee 283 on Ocean of Standardization Administration of China (SAC/TC 283). The specification for marine monitoring - Part 4: Seawater analysis: GB 17378.4-2007[S]. Beijing: Standards Press of China, 2007. |
| [23] |
PORRA R J, THOMPSON W A, KRIEDEMANN P E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics, 1989, 975(3): 384-394. DOI:10.1016/S0005-2728(89)80347-0 |
| [24] |
SILVA N F P, GONÇALVES A L, MOREIRA F C, et al. Towards sustainable microalgal biomass production by phycoremediation of a synthetic wastewater: A kinetic study[J]. Algal Research, 2015, 11: 350-358. DOI:10.1016/j.algal.2015.07.014 |
| [25] |
THANAKITPAIRIN A, PUNGRASMI W, POWTONGSOOK S. Nitrogen and phosphorus removal in the recirculating aquaculture system with water treatment tank containing baked clay beads and chinese cabbage[J]. Environment Asia, 2014, 7(1): 81-88. |
| [26] |
FROMME P, MELKOZERNOV A, JORDAN P, et al. Structure and function of photosystem Ⅰ: interaction with its soluble electron carriers and external antenna systems[J]. FEBS Letters, 2003, 555(1): 40-44. DOI:10.1016/S0014-5793(03)01124-4 |
| [27] |
张增虎, 唐丽丽, 张永雨. 海洋中藻菌相互关系及其生态功能[J]. 微生物学通报, 2018, 45(9): 2043-2053. ZHANG Zenghu, TANG Lili, ZHANG Yongyu. Algae- bacteria interactions and their ecological functions in the ocean[J]. Microbiology China, 2018, 45(9): 2043-2053. |
| [28] |
KROHN-MOLT I, WEMHEUER B, ALAWI M, et al. Metagenome survey of a multispecies and alga-associated biofilm revealed key elements of bacterial-algal interactions in photobioreactors[J]. Applied and Environmental Micro biology, 2013, 79(20): 6196-6206. |
| [29] |
CALIFANO G, KWANTES M, ABREU M H, et al. Cultivating the macroalgal holobiont: effects of integrated multi-trophic aquaculture on the microbiome of Ulva Rigida (chlorophyta)[J]. Frontiers in Marine Science, 2020(7): 52. |
| [30] |
GRUENEBERG J, ENGELEN A H, COSTA R, et al. Macroalgal morphogenesis induced by waterborne compounds and bacteria in coastal seawater[J]. PLOS One, 2016, 11(1): e0146307. DOI:10.1371/journal.pone.0146307 |
| [31] |
KOLBER Z, ZEHR J, FALKOWSKI P. Effects of growth irradiance and nitrogen limitation on photosynthetic energy conversion in photosystem ii[J]. Plant Physiology, 1988, 88(3): 923-929. DOI:10.1104/pp.88.3.923 |
| [32] |
ZHOU Y, LI X, CHEN J, et al. Carbon sequestration performance, enzyme and photosynthetic activity, and transcriptome analysis of algae-bacteria symbiotic system after antibiotic exposure[J]. Science of The Total Environment, 2023, 902: 166486. DOI:10.1016/j.scitotenv.2023.166486 |
| [33] |
BILANOVIC D, HOLLAND M, STAROSVETSKY J, et al. Co-cultivation of microalgae and nitrifiers for higher biomass production and better carbon capture[J]. Bioresource Technology, 2016, 220: 282-288. DOI:10.1016/j.biortech.2016.08.083 |