2026, Vol. 50
文章信息
- 刘云凤, 王建微, 杜为宇, 耿凯桦, 梁帅, 丛玉婷, 王连顺, 王媛, 杨国军, 卢亚楠. 2026.
- Liu Yunfeng, Wang Jianwei, Du Weiyu, Geng Kaihua, Liang Shuai, Cong Yuting, Wang Lianshun, Wang Yuan, Yang Guojun, Lu Yanan. 2026.
- 从传统到绿色: 虾壳甲壳素高效提取技术发展现状与趋势分析
- From traditional to green: Analysis of the development status and trends in efficient chitin extraction from shrimp shells
- 海洋科学, 50(1): 84-98
- Marine Sciences, 50(1): 84-98.
- http://dx.doi.org/10.11759/hykx20250619002
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文章历史
- 收稿日期：2025-06-19
- 修回日期：2025-10-09
2. 大连海洋大学水产与生命学院 农业农村部北方海水增养殖重点实验室, 辽宁 大连 116023;
3. 大连市虾蟹繁育与健康养殖重点实验室, 辽宁 大连 116023
2. Key Laboratory of Mariculture & Stock Enhancement in North China's Sea, Ministry of Agriculture and Rural Affairs, Dalian Ocean University, Dalian 116023, China;
3. Engineering Research Center of Shellfish Culture and Breeding in Liaoning Province, Dalian 116023, China
中国作为全球最大的甲壳类水产品生产国, 2024年养殖产量超过784.79万吨, 国内捕捞产量约200.24万吨, 其中虾类产品占比约60%[1]。随着消费需求持续增长, 虾类加工产业快速发展, 但加工过程产生的虾壳废弃物占原料重量的40%~60%[2], 据此估算, 我国每年产生的虾壳废弃物超过180万吨。这些废弃物在自然环境中难以降解, 若采用填埋、焚烧等传统方式处理, 不仅占用土地资源, 更易造成环境污染和生物质资源的巨大浪费[3]。因此, 虾壳的高值化资源利用已成为实现水产加工行业绿色可持续发展亟待解决的关键问题。
从资源价值角度来看, 虾壳并非废料, 而是富含蛋白质(30%~40%), 甲壳素(20%~30%), 碳酸钙(30%~ 50%)及虾青素等活性物质的“城市矿产”[4-5]。与其他甲壳素来源(如蟹壳、真菌等)相比, 虾壳具有独特的优势。虾壳中的甲壳素主要以α-甲壳素形式存在, 其晶体结构紧密, 具有较高的稳定性和刚性[6]。特别是虾壳中的无机盐(主要为碳酸钙)与有机基质的结合相对疏松, 这些结构特性使得虾壳在提取过程中具有更高的效率和纯度[7], 易于获得高分子量和较高脱乙酰度(DD)的优质产品。甲壳素及其衍生物(如壳聚糖、壳寡糖)因其优异的生物相容性、可降解性、吸附性和抗菌性等特性, 在食品、医药和生物材料等多个领域展现出广阔的应用前景[8]。此外, 虾壳的加工废弃物量大, 来源广泛, 为其工业化提取提供了资源保障(图 1)。
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| 图 1 甲壳素的提取方法及晶体结构 Fig. 1 Extraction methods and crystal structure of chitin |
近年来, 虾壳甲壳素提取技术正从传统化学法向绿色化、精准化方向转变。离子液体、深共熔溶剂等绿色溶剂通过定向设计实现选择性分离, 显著提升产物纯度; 生物发酵与酶法在温和条件下高效脱除杂质, 降低环境污染; 微波、超声等物理辅助技术则有效强化传质、缩短流程并节约能耗。然而, 这些绿色技术虽在实验室阶段成果显著, 其规模化应用仍受成本、设备与工艺集成度制约。值得注意的是, 提取技术的创新与优化始终以甲壳素及其衍生物的结构特性为核心依据——产物的晶体结构、溶解性、反应活性等关键特性, 直接决定了提取工艺的设计逻辑、技术路径的选择以及最终产品的应用价值。因此, 在系统梳理提取技术进展之前, 有必要先明确甲壳素及其衍生物的基础特性, 为后续技术评析与优劣对比提供理论支撑。本文将先阐述甲壳素及壳聚糖、壳寡糖的结构与性能特征, 再系统梳理虾壳甲壳素绿色提取技术进展, 重点评析化学法、生物法、物理辅助法、绿色溶剂法、亚临界/超临界流体技术及联合工艺等六类方法的优劣与适用性, 通过对比技术瓶颈并展望多技术耦合与智能装备等未来方向, 为推进虾壳高值化利用与甲壳素提取产业化提供理论依据与技术路径。
1 甲壳素及其衍生物的特性甲壳素(chitin)是由N-乙酰基-D-氨基葡萄糖通过β-1, 4-糖苷键连接形成的线性高分子多糖, 其化学结构可视为纤维素C-2位羟基被N-乙酰氨基取代的衍生物[9], 具有高度不溶性。作为自然界中广泛存在的结构多糖, 根据聚合物链的排列方式, 甲壳素存在3种晶型: α-甲壳素(分子链反平行排列, 致密氢键网络赋予其高刚性[10])、β-甲壳素(分子链平行排列, 形成单斜晶体结构, 主要分布于鱿鱼软骨、真菌细胞壁[11-13])和γ-甲壳素(平行与反平行链混合排列, 常见于特定真菌和昆虫[14])。其中β-甲壳素可以被转换成α-甲壳素, 但这一过程不可逆。甲壳素虽具备无毒、生物相容及可降解等优良特性, 但其晶体结构直接影响其溶解性, 例如α-甲壳素的致密氢键网络使其更难溶于常规溶剂, 强疏水性(源于2, 3-反式单糖单元排列)进一步限制了其溶解能力, 仅能溶于特定溶剂(如六氟异丙醇/氯乙醇混合物)或高浓度无机酸, 或通过甲壳素酶(chitinase)降解[15-16]。为克服这些局限性, 通过化学修饰制备甲壳素衍生物或低聚物成为拓展其应用的关键途径。预计到2027年, 全球甲壳素市场规模将达到29.41亿美元[17], 凸显其在医药、环保等领域的巨大潜力。
壳聚糖(chitosan)是甲壳素经脱乙酰化(> 50%)得到的天然多糖, 其结构与甲壳素的主要区别在于N-乙酰基-2-氨基-2-脱氧-D-葡萄糖和β-葡萄糖胺单体的组成差异。作为一种无规共聚物, 壳聚糖由β-(1-4) N-乙酰氨基葡萄糖和D-氨基葡萄糖重复单元通过β-(1-4)糖苷键连接而成[18]。脱乙酰化程度(DD, 50%~ 100%)反映了聚合物中D-氨基葡萄糖单元的含量, 是界定壳聚糖的重要参数。根据分子量差异, 壳聚糖可分为低分子量、高分子量和寡聚糖型三类[19]。其溶解性受脱乙酰化程度、分子量、pH值、温度及结晶度等因素影响, 在乙酸、乳酸等酸性水溶液中可溶, 但在中性和碱性介质中溶解性较差[20-21]。但壳聚糖分子中含有丰富的羟基和氨基, 这为其化学修饰提供了可能, 使其在制备悬浮液、复合材料、功能化材料及纳米复合材料等方面具有独特优势, 广泛应用于生物医学、农业、食品包装、纺织品和环境保护等领域[22]。
为进一步提升应用性能, 可将壳聚糖降解为壳寡糖(chitooligosaccharide, COS)。COS是甲壳素和壳聚糖的降解产物, 具有分子量低(< 3 900 Da)、聚合度小(DP=2~20)、水溶性高等特点, 其生物活性优于壳聚糖[23], 更适合大规模工业应用。因此, 经济高效的降解技术能够有效处理虾类加工副产物, 在减少环境污染、提高资源利用率的同时, 亦可提升甲壳素产品的纯度和性能, 有助于满足多样化应用需求, 推动产业可持续发展。
2 虾壳甲壳素提取技术分类与机理分析为实现从虾壳到甲壳素的转化, 需要系统去除其中的碳酸钙和蛋白质等杂质成分。这一转化过程主要通过脱矿、脱蛋白及纯化3个关键步骤实现, 不同提取技术的根本区别在于各步骤所采用的作用机理与工艺组合。下文将依据作用原理的不同, 系统分析化学法、生物法、物理辅助法、亚临界和超临界技术、预处理法及现代生物技术[24-26]等技术路径在实现这一转化过程中的具体机理与工艺特征。
2.1 化学法在甲壳素提取领域, 化学法始终占据主导地位。按照技术演进脉络, 可将其划分为2个主要阶段: 一是以强酸强碱处理为基础的传统化学法, 该方法成熟高效但面临环境压力; 二是以环境友好为特征的绿色化学法。
2.1.1 传统化学法(1) 酸碱法
酸碱法作为工业上广泛应用的甲壳素提取技术, 通过酸性溶液溶解碳酸钙(如盐酸、硝酸等)、碱性溶液(如氢氧化钠、碳酸钠等)去除蛋白质、氧化剂(如过氧化氢)脱色, 洗涤干燥后获得甲壳素产品[27]。该方法具有操作简便、设备通用性强且成本效益显著等优势。
原料的特性是决定工艺参数的起点。如张乐宏等[28]采用低浓度酸碱(1% HCl与1% NaOH)处理小龙虾壳, 甲壳素得率24.13%; 而梁玉佳等[29]采用高浓度酸碱(25% NaOH与10% HCl)处理南极磷虾壳, 获得纯度94.254%, 得率25.31%的甲壳素。其次, 酸碱试剂的选择与浓度控制对甲壳素质量具有关键影响。Rahayu等[30]对比了4种酸从白虾壳中提取甲壳素的效果, 发现H2SO4、HCl和HNO3等强酸脱矿效率高, 而弱酸CH3COOH效果较差, 且产物的结晶度指数受酸类型影响显著。Rasweefali等[31]从阿拉伯红虾中提取了α-甲壳素, 发现低浓度(0.6 mol/L)HCl/NaOH可制得结构完整、高结晶度与高乙酰化度的甲壳素; 而高浓度(1.4 mol/L)处理虽引发分子链降解, 降低分子量、结晶度和乙酰化度, 但显著提升了其脂肪与水分结合能力。这表明通过调控酸碱浓度可实现甲壳素性能的定向调控, 为开发定制化生物聚合物奠定基础。最后在工序顺序选择上, 先脱矿后脱蛋白(DMP)因能优先瓦解矿物质骨架而展现出比先脱蛋白后脱矿(DPM)更高的得率、乙酰化程度和分子量。Rasweefali等[32]采用DMP所制备的甲壳素, 分子量高达436.59 kDa, 乙酰化程度为81.56%, 白度指数达到71.39, 且结晶度指数为72%。相比之下, DPM的分子量为429.34 kDa, 乙酰化程度与白度指数分别降至75.91%与45.03, 结晶度指数为68.7%。
需注意, 酸碱法在提取过程中可能引起甲壳素部分脱乙酰与聚合物水解, 导致分子链断裂, 进而影响其分子量、结晶度、溶解性和机械性能的一致性, 最终制约产品品质与应用性能的稳定性[33]。
(2) EDTA法
作为酸碱法的有效补充, 乙二胺四乙酸(EDTA)法凭借其环境友好特性在甲壳素提取领域逐渐受到重视。该方法通过EDTA与虾壳原料中的钙离子形成水溶性络合物, 从而温和去除无机矿质组分并释放甲壳素。该技术兼具试剂可回收性、操作简易性及低污染排放等优势[34], 在可持续生产体系中展现出独特价值。
孟凡欣等[34]发现EDTA法脱钙可使虾壳甲壳素产量提高20.3%。窦勇等[35]将EDTA配合45 min超声处理小龙虾壳, 获得了高纯度甲壳素。黄俊娴等[36]利用EDTA-Ca复合物处理虾壳, 仅需40 min即可实现98.7%蛋白去除率与完全脱钙, 并通过pH值调节实现EDTA的循环利用。
然而, EDTA较高的试剂成本及其回收过程涉及的能耗、设备投入与反应周期较长影响其产能。EDTA对多种金属离子的螯合特性可能引入杂质, 增加后续纯化难度[35]。
2.1.2 新型绿色化学法新型绿色化学法致力于通过设计环境友好的溶剂体系, 实现甲壳素的高效、高选择性提取, 从源头减少污染。
(1) 离子液体法
离子液体(ionic liquids, ILs)是由有机阳离子和无机阴离子构成, 在低于100 ℃或接近室温下呈液态的熔融盐, 具有近零蒸气压、优异的热稳定性及可再生特性, 其溶解能力可通过阴阳离子组合的分子设计进行精准调控。在提取甲壳素过程中, 离子液体的阴离子(如AcO-、Br-)作为“分子剪刀”与甲壳素分子的乙酰氨基和羟基形成氢键, 破坏其氢键网络; 同时有机阳离子(如[AMIM]+)嵌入分子链间隙产生空间位阻, 有效阻止溶解链段的重结晶, 最终使甲壳素以单分子形式分散[37-38], 这种“协同破坏”机制为溶剂设计提供了理论基础。
除了早期的咪唑类离子液体(如1-乙基-3-甲基咪唑醋酸盐([EMIM][OAc])、1-烯丙基-3-甲基咪唑氯盐([AMIM][Cl]), 研究重点已从单一离子液体体系转向开发更具协同效应的多元混合系统。Dong等[39]使用采用[EMIM][Ac]与[BMIM][Br]组成的二元离子液体混合物, 调控电导率和黏度产生协同效应, 从白虾壳中提取甲壳素, 产量为35.72%±0.31%, 约为酸碱法的2.04倍。冯咪等[40]以中华管鞭虾虾壳为原料, 分别利用1-乙基-3-甲基咪唑醋酸盐([Emim]OAc) 经溶解-再生两步法和甲烷磺酸胆碱([Ch]Ms) 经溶解-分离一步法制备甲壳素, 纯度分别达到90.7%和97.4%。降低成本同时不影响提取效率。同时, 低成本、低毒性的铵基离子液体(如[DIPEA][OAc][41])和可蒸馏再生的[DBHN]OAc[42]等新型体系不断涌现, 有效解决了传统离子液体的成本与回收难题。
尽管离子液体技术具有显著优势, 但在工业化应用中面临高黏度引发的传质效率制约、高昂的溶剂成本与回收循环技术有待完善; 部分离子液体(尤其是咪唑类)存在潜在生态毒性风险, 以及扩大生产中的工程瓶颈。
(2) 深共熔溶剂
为此, 人们开发了一种与离子液体物理化学性质十分相似的溶剂, 称为深共熔溶剂。深共熔溶剂(deep eutectic solvents, DES)是一种由氢键供体(HBD)与氢键受体(HBA)通过氢键作用形成的低共熔混合物, 同时通过配位作用解离碳酸钙晶体, 而甲壳素因在其中溶解度低得以选择性保留。此方法甚至可去除甲壳素的无定形区, 获得结晶度达75%以上的纳米棒状甲壳素, 这一特性在生物材料制备中具有特殊价值[43]。此方法具有原料适应性广、溶剂可生物降解、物化性质可调且合成成本降低60%以上[44]等多种优点。
酸性DES(如ChCl-乳酸、ChCl-丙二酸)不仅能通过释放的H+有效溶解碳酸钙, 其强氢键网络还能破坏甲壳素-蛋白质复合结构。基于氯化胆碱的深共熔溶剂在获取高质量甲壳素方面表现更优, 这源于其酸性较弱(pKa分别为13.97和3.26), 有助于更好地维持甲壳素结构的完整性。Feng等[45]使用氯化胆碱(ChCl)和对甲苯磺酸一水合物(TsOH)制成的深共熔溶剂通过溶解再生法从红虾壳中获得纯度97.9%、产率59.4%的α-甲壳素。大多数高效提取DESs含有丙二酸、苹果酸、柠檬酸等酸作为氢键供体, 其酸物质的量比不低于50%, 导致对设备要求较高。为平衡效率与经济性, Zhang等[46]利用氯化胆碱与甘油混合少量乙酸形成的深共熔溶剂, 通过“一锅法”处理虾壳废料, 获得纯度96.1%的甲壳素。该体系经3次循环使用后仍保持91%以上的提取效率。近年来研究重点从单一DES转向多元体系开发。He等[47]开发了一种由N-甲基脲、N-甲基乙酰胺和乙酸组成的新型三元DES处理虾壳。该DES熔点低至−16.82 ℃, 黏度仅为7.38 mPa·s (25 ℃), 在室温下脱矿和脱蛋白效率分别达99.07%和92.67%。重复使用10次后, 脱矿和脱蛋白率仍保持在89.78%和86.84%, 且黏度无明显变化。
天然深共熔溶剂(NADES)是DESs的一个子集, 其组分源于天然初级代谢产物, 如氨基酸、有机酸、糖或胆碱衍生物[48], 因此NADES在低毒性、生物降解性、可持续性和制备成本方面优于DES[49]。Lei等[50]采用酸性NADES单步处理虾加工副产品中采集的虾壳, 实现87.73%的甲壳素得率, XRD与FTIR分析表明产物完整保留了天然结构特征。
尽管天然深共熔溶剂在可持续性方面优势显著, 但高蛋白原料引发的溶剂黏度升高显著影响循环效率; 工业放大所需的传质与反应动力学模型尚未完善。缺乏全生命周期成本评估, 未充分量化溶剂再生能耗与原料预处理的经济影响[51]。
| 工艺 | pH | 反应时间/h | 料液比/(g∙mL−1) | 特殊处理 | 效果 | 污染程度 | 成本 | 技术成熟度 | 参考文献 |
| 酸碱法 | / | 3~10 | / | 1%HCl 1%NaOH |
提取约30%甲壳素 | 三废问题严重 | 低 | 较为成熟 | [27] |
| 传统EDTA法 | 11 | 2 | 1∶14 | / | / | 高 | 低 | 已成熟 | [34] |
| 超声EDTA法 | 13 | 2.5 | 1∶26 | 超声波处理时间45 min 温度30 ℃ 频率60 kHz 功率180 W |
甲壳素纯度提高 | 超声辅助可以降低EDTA使用量, 降低污染 | 较高 | 探索阶段 | [35] |
| EDTA-Ca复合物法 | 13 | 0.66 | / | / | 100%的钙98.7%的蛋白质去除废液中EDTA可完全回收 | 废液中EDTA完全回收仅产生较低废液污染 | 低 | 已成熟 | [33] |
| 离子液体法 | / | / | / | 100 ℃ | 甲壳素提取含量提高至90% | 试剂有潜在生态毒性 | 高 | 较为成熟 | [39] |
| 深共熔溶剂 | / | / | / | HBD与HBA自行组装 | 几丁质提取率达到96.1% | 溶剂可生物降解 | 成本降低60% | 不成熟未攻克循环问题 | [41] |
| 注: /表示无数据。 | |||||||||
微生物发酵法利用特定菌株(如枯草芽孢杆菌(Bacillus subtilis)[52]、铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)[53]和粘质沙雷氏菌(Shigella flexneri)[54])分泌的蛋白酶催化蛋白质水解为小分子肽段, 有机酸则通过酸化作用溶解矿质成分。该方法条件温和、能耗低、环境友好, 可有效回收发酵液中的蛋白质与钙等副产物, 并保持甲壳素结构完整。现有工艺主要分为以下3种实施路径。
单菌发酵采用单一菌株同步完成脱矿(DM)与脱蛋白(DP)。研究表明部分菌株兼具产酸与产酶特性[55]。Li等[7]利用发酵乳杆菌单菌发酵虾壳废料获得16.3%的α-甲壳素, DM与DP效率分别为89.48%和85.11%。Sedaghat等[56]利用铜绿假单胞菌发酵虾壳, DM、DP效率为82%和92%, 获得47%的甲壳素。但单菌体系多存在DM/DP效率不平衡问题, 现有菌株的DM效率多集中在44%~97.2%, DP效率则为54.7%~ 94%[5]。为提升效率, 顺序发酵通过分阶段接种功能互补菌株进行针对性降解。Sun等[58]采用嗜酸乳杆菌与深肠杆菌分步发酵南极磷虾壳, 获得94.5%DM效率、92.0%DP效率和18.0%甲壳素收率。Zhang等[59]用枯草芽孢杆菌和巴斯德氏霉连续共发酵南美白对虾壳, 最终DP、DM效率和甲壳素收率分别为94.5%、92.0%和18.0%。混合发酵则利用多菌种共培养实现协同代谢。Ruangwicha等[60]将植物乳杆菌与嗜热链球菌共培养发酵虾壳废料, DM、DP效率分别达94.0%和86.7%。Wang等[61]使用枯草芽孢杆菌与嗜热链球菌组合处理虾壳废料, 实现83.76% DP效率与91.48% DM效率。
微生物发酵法虽具有环境友好和资源化利用优势[55, 62], 但其工艺稳定性受温度、pH、溶解氧等参数影响[63], 需建立精准的发酵控制体系。该技术的主要瓶颈在于耗时过长严重制约工业产能, 同时微生物的高营养需求也增加了生产成本。因此, 开发外源蛋白酶结合绿色化学有机酸水解的提取工艺是突破当前局限的重要方向。
2.2.2 酶解法酶法提取技术利用生物酶的高度专一性选择性降解虾壳中的蛋白质。相较于上述发酵法, 甲壳素中的矿物质会阻碍酶的作用, 因此必须先采用微生物发酵产酸法或结合使用温和的有机酸来溶解并去除碳酸钙, 之后才能借助蛋白酶在温和加热条件下高效水解蛋白质为可溶性肽和氨基酸。相较于化学法, 酶解工艺既能有效分离蛋白又能最大限度地保持甲壳素分子链的完整性, 显著降低强化学试剂的使用与有害废液的排放[64], 符合绿色化学原则, 并能生产出聚合度更高、分子结构更完整的高品质甲壳素产品。
酶法提取甲壳素所采用的蛋白酶主要根据其来源分为微生物源性、动物源性与植物源性蛋白酶。根据对底物作用的特异性差异又可分为专一性酶与非专一性酶两大类。专一性蛋白酶, 如碱性蛋白酶和胰蛋白酶, 能够选择性水解特定肽键, 在高效去除蛋白质的同时最大限度地保持几丁质分子结构的完整性。其中碱性蛋白酶占全球酶总产量的50%以上[65], 因其高催化效率、卓越的稳定性及易于规模化生产的特点, 成为工业应用中的主流选择。例如, 源自Bacillus属的微生物碱性蛋白酶作为一种典型的专一性酶, 能精准水解肽键[66]。Manni等[33]采用蜡样芽孢杆菌SV1粗酶预处理刀额新对虾壳并结合盐酸, 使脱蛋白率达88.8%且实现完全脱矿, 并能良好维持几丁质骨架的完整性及其高结晶度。与之相比, 植物源木瓜蛋白酶属于非专一性酶, 在甲壳素提取中的应用具有双重特性。其非特异性催化机制在有效水解蛋白质的同时, 也会引发几丁质的脱乙酰化反应, 导致产物乙酰化程度不均。但这种特性却使其在壳聚糖直接制备方面展现出独特价值。木瓜蛋白酶在脱蛋白过程中同时发挥着水解酶的作用, 其浓度与产物脱乙酰化程度呈正相关。Rohyami等[67]发现当木瓜蛋白酶酶浓度达到25%时, 可获得最佳的脱乙酰化效果, 脱乙酰化程度为41.07%±2.21%。这一发现为通过调控酶浓度来制备特定脱乙酰化程度的甲壳素提供了实验依据。
动物源蛋白酶中除了高度专一的胰蛋白酶, 从鱼类加工副产物中提取的蛋白酶混合物近年来备受关注。这类天然的多酶体系成本低廉且常以复合酶形式存在, 能够通过协同作用更高效地分解虾壳中的复杂蛋白组分。Hamdi等[68]利用从鱼类内脏中提取的粗碱性蛋白酶能脱去虾壳为91.06%±1.40%的蛋白。Maraksa等[69]采用1.0 mol/L乳酸和50 U/g鱼内脏蛋白酶处理南美白对虾壳, 通过后续脱乙酰化反应制得的壳聚糖脱乙酰度超过80%, 且具有高结晶特性且适用于纳米纤维合成。
当前酶解法面临的主要技术瓶颈包括酶制剂成本较高, 且反应过程中易受温度、pH值及抑制剂影响导致失活, 需持续补充酶源; 工艺控制要求严格, 反应参数波动易造成效率下降; 处理周期较长, 工业化生产效率受限。
2.3 物理辅助法物理辅助法利用外场能量(如微波、超声、等离子体)破坏虾壳的致密结构, 以强化传质过程, 从而实现甲壳素的高效绿色提取。
2.3.1 微波辅助萃取(MAE)传统加热依赖于较慢、效率较低的传导和对流机制, 而微波辅助萃取(MAE)的核心加热机理是介电加热, 即通过离子传导和偶极子旋转直接在极性溶剂内产生热量。当利用频率介于300 MHz至300 GHz的非电离电磁辐射作用于提取体系时, 溶剂中的离子和极性分子会试图跟随电场方向变化而发生高速运动与重新排列, 因受到介质黏性阻力的制约而产生剧烈摩擦, 从而将微波能高效地转化为热能[70]。由于甲壳素分子结构偏大, 其整体主链无法跟上电场的快速变化, 但其侧链的羟基等极性官能团可被激发产生局部旋转与振动, 这种运动一方面在分子内外产生附加的内摩擦, 另一方面能破坏甲壳素的氢键网络, 从而协同促进其结构的松散化。介质将电磁能转换为热能的效率由其介电损耗角正切(tan δ= ϵ″/ ϵ′)决定。这种高效的体相加热模式使虾壳内部迅速升温和产生压力, 导致结构破裂, 显著增强溶剂的渗透与传质效率, 从而实现快速提取。Nguyen等[71]在微波强化下, 使用7.5%的乳酸, 在100 ℃的反应温度下, 仅处理23 min便实现了99.2%的高效脱矿, 获得的甲壳素矿物质和蛋白质残留量仅为0.99%和1.6%。该工艺副产的富钙矿质可作为高附加值产品回收利用。Li[72]等采用氯化胆碱/乳酸(CL) DES结合300 W微波加热小龙虾壳, 在120 ℃下仅反应30 min, 成功从小龙虾壳中提取出纯度高达97.44%的甲壳素, 且该溶剂可循环使用4次。值得关注的是, 随着微波控制技术的进步, 其应用正从传统的化学法向更温和的酶法拓展, 即通过脉冲微波、精确功率控制及酶修饰等技术, 已成功克服了微波高温对酶活力的限制[73], 为开发微波强化酶法提取工艺开辟了新途径。
另外整体高功率微波技术能够在短时间内高效提取低分子量且具有较高脱乙酰化度(DD)的壳聚糖。Ewais等[74]采用微波辐照海鲜餐厅收集的虾壳, 脱矿质和脱蛋白阶段分别在750 W和875 W下需要7 min和8 min。脱乙酰化在875 W下只需30 min即可达到最大DD。其低结晶度特性更适用于医药载体等高端领域。Knidri等[75]仅用了12 min即可使用低NaOH浓度(30%)结合微波处理摩洛哥虾壳, 可生产乙酰化度为23.4%, 分子量为165 kDa的壳聚糖。
2.3.2 超声波辅助法超声波是产生频率高于人类听觉检测阈值(通常≥16 kHz)的声学纵波。应用于甲壳素提取的核心在于其产生的强烈声空化效应[76]。高频超声波通常高于0.1 W/cm2, 其频率通常在16至100 kHz之间。在提取液中引发微小气泡剧烈生成和溃灭, 瞬间产生极端高温、高压以及强大的冲击波和微射流, 能高效破碎原料结构、增强溶剂渗透并强力剥离甲壳素结合的蛋白质与矿物质[77], 同时产生的活性自由基辅助降解杂质。这种协同作用可在较低温度下显著加速脱蛋白和脱矿质过程, 减少强酸碱用量与处理时间, 从而高效提升产率、降低能耗、减少废物并避免热降解, 契合绿色可持续提取的需求, 以及在制备甲壳素纳米材料[78]和高脱乙酰度壳聚糖[79]等过程具有强化作用。低强度超声(< 1 W/cm2)还可促进细菌的代谢活动并刺激发酵过程中的生长, 从而缩短发酵时间。
此外, 超声处理还可以增强几丁质酶与几丁质之间的结合力, 提高几丁质酶的活性。Zhang等[80]用频率为20 kHz、功率最高为800 W的高强度超声波处理南美白对虾壳, 使发酵液蛋白酶活性提升18.7%, 整体发酵时间从5.0 d缩短至4.5 d, 效率提升10%, 所得甲壳素分子量降低17%, 纯度与脱乙酰度分别提高3.7%和14.1%。Kanani等[81]用频率为20 kHz、功率为100 W的超声波辅助化学法在60 ℃处理虾壳废料, 仅1 h使矿质残留降至1.29%, 蛋白质残留0.87%, 产物脱乙酰度达84%~88%, 其分子量与商业产品高度接近。结构表征证实超声处理对甲壳素晶型与热稳定性无显著影响, 表明该技术具备产业化应用潜力。
2.3.3 等离子体辅助技术等离子体技术通过双极脉冲电场激发气体分子电离, 形成包含高能电子、激发态粒子与活性自由基的等离子体, 即物质的第四态, 其独特的能量传递机制可穿透虾壳粉引发非热力学平衡反应[82], 激活甲壳素分子, 使其更易于从虾壳中分离出来[83]。
研究表明, 介质阻挡放电(DBD)等离子体在常压条件下产生的氮活性物种, 能选择性解构虾壳中蛋白质的肽键与矿物晶体, 同时保持几丁质β-1, 4糖苷键的完整性[84]。Borić等[85]使用DBD等离子体处理挪威海采集的虾壳结合乳酸脱矿可实现90%蛋白质去除率与完全脱矿化, 且溶剂零消耗, 较传统化学法减少89%的废物排放。常压室温等离子体(ARTP)技术通过非致命性生物刺激效应, 使几丁质酶活性提升2.3倍, 为生物转化过程强化提供了新策略[86]。丁子骏等[87]用等离子体辅助弱酸弱碱处理小龙虾虾壳, 提取的几丁质纯度提升至55.39%, 得率达43.93%。
尽管等离子体技术具有环境友好与高选择性的优势, 但设备投资成本较传统方法高4~6倍, 高频电源稳定性控制需达到±0.1%精度, 且反应器材质需耐受高密度等离子体腐蚀。
2.4 亚临界水和超临界CO2技术 2.4.1 亚临界水技术亚临界水处理技术通常在100 ℃至374 ℃的温度区间和相应压力下维持水的液态[88], 借助其离子积升高与介电常数降低等特性, 显著增强对生物质组分的选择性水解与转化能力。在处理甲壳类废弃物时, 亚临界水不仅能通过断裂蛋白质肽键并促进其水解为肽与氨基酸[89-91], 实现高效脱蛋白, 还可解构甲壳素的氢键与结晶区[92], 实现可控降解。其作用机制源于高温高压下水解反应的强化, 既能削弱甲壳素的高级结构, 也能将生物大分子转化为低聚糖、氨基酸等高值产物。尽管亚临界水对脱蛋白效果显著, 但对矿物质组分的直接脱除能力有限, 实践中常需结合温和的酸处理步骤以完成彻底脱矿。该技术的优势在于反应速率快, 且以水为主要介质, 避免了大量酸碱的使用, 符合绿色化学原则。Liu等[93]在亚临界水体系于260 ℃/5 MPa条件下将餐厅收集的虾壳处理40 min, 甲壳素最高产率为26.39%, 添加10%苹果酸可使总氨基酸产量提高3倍。此外, 将超声波等辅助技术与亚临界水耦合, 能够通过空化效应增大物料孔隙率, 进一步强化传质与反应效率。Matouri等[94]在亚临界水解前在1 200 W/ 5 min下进行超声处理虾壳, 并结合260 ℃/50 bar/ 60 min亚临界水热反应, 使DP效率从60.61%提升至80.93%。
2.4.2 超临界CO2技术超临界CO2技术是指二氧化碳置于其临界温度与临界压力以上, 形成一种兼具气态高扩散性和液态高溶解力的特殊流体状态的技术。超临界CO2萃取技术凭借其化学惰性及低温操作的优势, 可在不产生副产物、无溶剂残留的前提下获得高价值提取物, 同时有效防止热敏成分的分解或变性。在虾壳处理中, 超临界CO2与水形成弱酸环境, 可有效去除矿物质, 如Hao等[95]采用蒸汽爆炸(SE)结合超临界二氧化碳与高温水处理惠州虾壳, 脱矿率和脱蛋白率分别提高了12.23%和13.04%, 最终实现了超过95%的高脱矿质率。同时, 其非极性特性使其特别适用于提取脂质和虾青素等非极性化合物[96]。此外, 该技术还能有效改性甲壳素材料性能。超临界CO2可破坏甲壳素结构, 增加其可访问的吸附位点、表面积和孔隙率。如Dotto等[97]研究表明, 经超临界CO2改性后的甲壳素表面积增大约3倍, 结晶度从86.5%降至70.0%, 对钴离子吸附能力提升了26.1%。此外, 该技术在辅助脱乙酰化反应和制备功能材料方面也表现出独特价值。
从可持续角度看, 超临界的CO2可回收再利用, 整个过程无有害溶剂残留。虽然目前面临设备成本高等挑战, 但通过与其他绿色技术联用, 该技术为甲壳素资源的高值化利用提供了极具前景的发展路径。
2.5 预处理法在提取之前也可使用一系列预处理技术, 以制备出更适宜于提取几丁质的生物质材料[98]。Yang等[99]开发的HOW-CA工艺通过热水预处理虾壳与加压CO2脱矿的协同作用, 在160 ℃条件下30 min实现80%蛋白质去除率, 180 ℃时达到完全脱蛋白效果。该工艺利用CO2在1~2 MPa压力下形成碳酸的特性, 15 min内完成矿质完全脱除, 所得甲壳素结晶结构完整且纤维形态优良。经济分析显示, 该技术运营成本较传统方法降低23%, 碳足迹减少41%, 展现出显著的产业化优势。瞬时弹射蒸汽爆破(ICSE)技术通过微秒级高压蒸汽渗透[100], 有效解构虾壳的晶体网络[101], 从而增加反应面积并增强提取过程[102]。Hu等[103]用ICSE预处理中国对虾虾壳后, 结晶度降低27%, 比表面积增加1.8倍, 使甲酸脱矿效率提升至98.2%, KOH用量减少90%仍实现97.7%脱蛋白率。该工艺副产废水经中和后含钙、钾及寡肽成分, 可作为液体肥料回用, 实现全流程零废水排放。
2.6 现代生物技术伴随生物技术的持续进步与创新拓展, 基因重组技术以及酶固定化、基因工程等前沿现代生物技术正逐步在虾壳几丁质的提取流程中得以应用, 展现出广阔的应用前景与潜力, 为虾壳资源的高效开发利用开辟了新的路径。
固定酶的原理是将酶分子通过物理或化学方法固定在固体载体上, 保持其催化活性并便于回收使用[104]。能够提高稳定性、耐热性、耐酸碱性, 并减少酶的损失。Wang等[105]开发了基于金属有机框架(MOF)的固定化体系处理虾壳, 通过ZIF-8载体封装几丁质酶构建纳米反应器(BcChiA1@ZIF-8)。该体系使酶-底物亲和力显著增强, 催化效率较游离酶提升142%, 热稳定性提高2.3倍, 结晶几丁质降解产物得率实现倍增。研究表明, 功能化MOF材料与定向进化技术的结合可进一步优化酶活性能, 为工业化连续生产几丁寡糖提供技术支撑。
基因重组技术可应用于剖析生物合成几丁质的相关基因信息, 从而构建基因工程菌实现几丁质的高效制备。Zhang等[106]采用复合诱变育种策略改良粘质沙雷氏菌B742, 获得突变株的蛋白酶与壳聚糖酶活性分别提升68%和45%。该工程菌在固态发酵南美白对虾壳中实现91.4%脱蛋白效率, 较野生菌提高23.6%。酶学特性分析表明, 突变株分泌的耐热性蛋白酶与耐碱性壳聚糖酶具有协同增效作用。Zhang等[107]在基因水平上将哈维弧菌来源的VhChit2和VhChit6两个几丁质酶基因进行重组, 并创新性地引入GGGGS-(XP)2组合连接子序列, 构建出全新的融合基因。该重组基因在宿主中成功表达为VV5融合酶, 其蛋白质二级结构发生显著变化(β-折叠比例增加, α螺旋和无规线圈比例降低), 表现出更稳定的分子构象和更优越的催化性能。这一基因重组策略不仅使酶的热稳定性和活性分别提升364.0%和17.0%, 更使其对南美白对虾壳降解效率提高33.3%, 充分展现了基因工程技术在改造生物催化剂、促进生物质资源高值化利用方面的巨大潜力。这些技术突破标志着甲壳素提取工艺正朝着智能化、模块化方向发展。通过生物催化体系优化、基因编辑技术迭代的集成创新, 推动虾壳资源化进入分子设计新阶段。
3 各类几丁质制备方法的优势与劣势甲壳素制备技术的多元化发展形成了各具特色的方法体系(表 2)。化学法领域, 传统酸碱工艺虽具备反应效率高、操作简便等工业化优势, 但面临三废排放量大、分子链降解严重等瓶颈。相比之下, EDTA工艺通过温和脱矿机制降低结构损伤, 但受限于螯合剂成本高与反应动力学缓慢问题, 规模化应用仍待突破。生物技术路线中, 微生物发酵与酶解法因环境友好特性备受关注, 然而菌种筛选周期长、酶制剂稳定性不足等缺陷制约其产业化进程。
| 制备方法 | 核心技术 | 特点 | 优势 | 劣势 | 产物纯度 | 污染程度 | 成本 | 规模化生产可行性 |
| 化学法 | 传统酸碱法 | 强酸/强碱处理 | 工艺成熟、效率高、成本低、操作简便 | 环境污染严重、分子链降解、产物均一性差 | 纯度与分子量较低, 结构易受损 | 高污染、三废问题严重 | 低 | 高 |
| EDTA法 | EDTA法 | 温和螯合脱矿 | 环境友好、结构损伤小、试剂可回收 | 反应周期长、螯合剂成本高、可能引入金属杂质 | 纯度高, 自能较好保持分子结构 | 低污染 | 较高 | 中 |
| 生物法 | 微生物发酵法 | 微生物产酸/酶 | 条件温和、环境友好、可回收副产物、能耗低 | 耗时过长、工艺稳定性差、菌种营养需求高 | 结构完整, 纯度较高 | 极低污染 | 中等 | 中低 |
| 酶解法 | 蛋白酶选择性降解 | 专一性强、条件温和、产物质量高、绿色环保 | 酶制剂成本高、易失活、反应参数控制严格、周期较长 | 分子量高, 结构完整性好 | 极低污染 | 高 | 中 | |
| 物理场法 | 微波/超声波法 | 能量场强化传质 | 大幅缩短时间、降低能耗、减少化学品用量 | 设备投资高、工艺参数复杂、放大有挑战 | 纯度高, 可调控降解程度 | 低污染 | 较高 | 中 |
| 等离子体技术 | 高能活性粒子处理 | 高选择性、常温操作、溶剂零消耗、废物排放少 | 设备成本高昂、电源控制要求高、反应器需耐腐蚀 | 纯度高, 可产生多孔结构 | 极低污染 | 高 | 低 | |
| 新兴绿色法 | 离子液体 | 分子设计溶解 | 溶解能力强、产物纯度高、溶剂可设计 | 溶剂成本高、黏度大传质慢、部分有生态毒性、回收难题 | 纯度极高(> 97%) | 潜在生态毒性风险 | 极高 | 中 |
| 深共熔溶剂法 | 氢键网络破坏 | 可生物降解、合成成本低、物化性质可调、低毒 | 高黏度原料适应性受限、循环效率待提升、工业模型缺乏 | 纯度高, 结晶度可控 | 低污染、可持续 | 低至中等 | 中 | |
| 高压流体技术 | 亚临界/超临界流体 | 特殊物性强化反应 | 反应快、绿色介质(水/CO2)、可获高值产物 | 设备耐压要求高、投资大、脱矿能力有限(亚临界水) | 可实现可控降解, 改性后性能特殊 | 低污染、溶剂无害 | 高 | 低 |
| 预处理法 | 蒸汽爆破等 | 物理结构破坏 | 显著提升后续提取效率、减少化学品用量、可实现零排放 | 部分技术尚不成熟、需与其他方法联用 | 后续提取产物质量高 | 低污染 | 中等 | 中 |
| 现代生物技术 | 基因工程/固定化酶 | 定制高效生物催化剂 | 催化效率与稳定性显著提升、为精准制备开辟新途径 | 技术前沿、代谢调控机制复杂、目前多处于实验室阶段 | 可定向制备特定产物 | 极低污染、绿色 | 极高 | 低 |
物理场辅助技术通过能量精准调控展现革新潜力: 微波/超声波强化传质可降低40%能耗, 等离子体处理能提升产物孔隙率, 但高端设备投入与工艺控制复杂度形成应用壁垒。新兴绿色溶剂体系如离子液体与低共熔溶剂, 凭借可设计性溶剂特性实现高纯度提取, 但溶剂回收率不足70%及潜在生态毒性仍需解决。高压流体技术在改变晶体构型方面效果显著, 然而设备耐压要求与运维成本限制了其普及。
预处理技术创新为原料改性提供新思路, 如蒸汽爆破技术使后续脱蛋白效率提升35%, 但部分方法尚处于实验室验证阶段。基因编辑与合成生物学技术虽能定向改造产酶菌株, 其代谢网络调控机制仍需深入解析。未来技术迭代应聚焦多方法耦合创新, 例如将微波预处理与固定化酶技术结合, 或构建微生物-电化学协同体系, 在保障产物品质的同时实现能耗降低与资源循环, 推动甲壳素制造向绿色集约化方向演进。
4 结论与展望甲壳素作为一种具有广泛应用前景的天然生物高分子, 其从虾壳等废弃物中的提取制备方法众多, 且各有利弊。传统化学法虽应用广泛, 但存在环境污染和产品质量不稳定等问题; 新兴方法如微生物发酵法、酶解法、离子液体法、深共熔溶剂法等在环保性、选择性等方面展现出优势, 但也面临着成本高、技术复杂等挑战。物理辅助法和预处理法在提高提取效率和产品质量方面具有一定潜力, 但部分技术仍有待进一步完善和大规模验证。现代生物技术为甲壳素的高效制备开辟了新途径, 但目前大多处于实验室研究或初步应用阶段。
未来的研究需聚焦于多技术路径的深度融合, 例如通过物理场强化与生物催化体系的协同作用, 提升甲壳素提取效率并降低能耗。绿色溶剂的分子工程应进一步优化其环境兼容性与经济性, 探索天然组分的氢键网络设计以增强选择性提取能力。智能化装备的开发需结合连续流反应系统与实时监测技术, 实现工艺参数的精准控制, 确保产物质量的均一性。此外, 副产物的全链条高值转化(如蛋白质水解物与矿质组分的资源化利用)将成为完善海洋生物精炼体系的关键环节。通过全生命周期评估模型, 系统量化不同工艺的环境影响与经济成本, 可为技术路线的优化提供科学依据。
最终, 甲壳素提取技术的创新不仅将推动海洋废弃物的循环利用, 还将为医药、环保、柔性电子等领域提供可持续原料, 助力“蓝色经济”与碳中和目标的协同实现。这一领域的持续突破需学术界与产业界的紧密合作, 共同攻克技术转化中的工程化挑战, 加速绿色工艺的规模化应用。
| [1] |
农业农村部渔业渔政管理局. 2024年全国渔业经济统计公报[EB/OL]. [2025-07-07]. https://yyj.moa.gov.cn/gzdt/202507/t20250707_6475475.htm.
|
| [2] |
Venugopal V, Gopakumar K. Shellfish: nutritive value, health benefits, and consumer safety[J]. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 2017, 16(6): 1219-1242. DOI:10.1111/1541-4337.12312 |
| [3] |
Haque R, Sawant P B, Sardar P, et al. Synergistic utilization of shrimp shell waste-derived natural astaxanthin with its commercial variant boosts physio metabolic responses and enhances colouration in discus (Symphysodon aequifasciatus)[J]. Environmental Nanotechnology, Monitoring & Management, 2021, 15: 100405. |
| [4] |
Xu Y M, Bajaj M, Schneider R, et al. Transformation of the matrix structure of shrimp shells during bacterial deproteination and demineralization[J]. Microbial Cell Factories, 2013, 12(1): 90. DOI:10.1186/1475-2859-12-90 |
| [5] |
邓俊劲. 新型蛋白酶及几丁质酶的开发及其在虾加工废弃物中的应用[D]. 广州: 华南理工大学, 2020. Deng Junjin. Development of novel protease and chitinase and their application in shrimp processing waste[D]. Guangzhou: South China University of Technology, 2020. |
| [6] |
Pakizeh M, Moradi A, Ghassemi T. Chemical extraction and modification of chitin and chitosan from shrimp shells[J]. European Polymer Journal, 2021, 159: 110709. DOI:10.1016/j.eurpolymj.2021.110709 |
| [7] |
Li J W, Song R, Zou X Y, et al. Simultaneous preparation of chitin and flavor protein hydrolysates from the by-products of shrimp processing by one-step fermentation with Lactobacillus fermuntum[J]. Molecules, 2023, 28(9): 3761. DOI:10.3390/molecules28093761 |
| [8] |
Kozma M, Acharya B, Bissessur R. Chitin, chitosan, and nanochitin: extraction, synthesis, and applications[J]. Polymers, 2022, 14(19): 3989. DOI:10.3390/polym14193989 |
| [9] |
Al-Rooqi M M, Hassan M M, Moussa Z, et al. Advancement of chitin and chitosan as promising biomaterials[J]. Journal of Saudi Chemical Society, 2022, 26(6): 101561. DOI:10.1016/j.jscs.2022.101561 |
| [10] |
Hajji S, Younes I, Ghorbel-Bellaaj O, et al. Structural differences between chitin and chitosan extracted from three different marine sources[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2014, 65: 298-306. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2014.01.045 |
| [11] |
Cuong H N, Minh N C, Van Hoa N, et al. Preparation and characterization of high purity β-chitin from squid pens (Loligo chenisis)[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 93: 442-447. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2016.08.085 |
| [12] |
Yang J K, Zhang K Q. Chitin synthesis and degradation in fungi: biology and enzymes[J]. Targeting Chitin-containing Organisms, 2019, 1142: 153-167. |
| [13] |
Ifuku S, Nomura R, Morimoto M, et al. Preparation of chitin nanofibers from mushrooms[J]. Materials, 2011, 4(8): 1417-1425. DOI:10.3390/ma4081417 |
| [14] |
Rudall K M, Kenchington W. The chitin system[J]. Biological Reviews, 1973, 48(4): 597-633. DOI:10.1111/j.1469-185X.1973.tb01570.x |
| [15] |
Hayes M, Carney B, Slater J, et al. Mining marine shellfish wastes for bioactive molecules: chitin and chitosan ndash; Part A: extraction methods[J]. Biotechnology Journal: Healthcare Nutrition Technology, 2008, 3(7): 871-877. |
| [16] |
Piekarska K, Sikora M, Owczarek M, et al. Chitin and chitosan as polymers of the future: obtaining, modification, life cycle assessment and main directions of application[J]. Polymers, 2023, 15(4): 793. DOI:10.3390/polym15040793 |
| [17] |
Shamshina J L, Berton P, Rogers R D. Advances in functional chitin materials: a review[J]. ACS Sustainable Chemistry & Engineering, 2019, 7(7): 6444-6457. |
| [18] |
Sahariah P, Másson M. Antimicrobial chitosan and chitosan derivatives: A review of the structure-activity relationship[J]. Biomacromolecules, 2017, 18(11): 3846-3868. DOI:10.1021/acs.biomac.7b01058 |
| [19] |
Tyliszczak B, Drabczyk A, Kudłacik-Kramarczyk S, et al. Sustainable production of chitosan[M]// Sustainable Production: Novel Trends in Energy, Environment and Material Systems. Cham: Springer International Publishing, 2019: 45-60.
|
| [20] |
Mourya V K, Inamdar N N, Choudhari Y M. Chitooligosaccharides: synthesis, characterization and applications[J]. Polymer Science Series A, 2011, 53(7): 583-612. DOI:10.1134/S0965545X11070066 |
| [21] |
Aranaz I, Alcántara A R, Civera M C, et al. Chitosan: an overview of its properties and applications[J]. Polymers, 2021, 13(19): 3256. DOI:10.3390/polym13193256 |
| [22] |
Brigham C J. Chitin and chitosan: sustainable, medically relevant biomaterials[J]. International Journal of Biotechnology for Wellness Industries, 2017, 6(2): 41-47. DOI:10.6000/1927-3037.2017.06.02.1 |
| [23] |
Zhang H Y, Zhao X M, Yang J L, et al. Nitric oxide production and its functional link with OIPK in tobacco defense response elicited by chitooligosaccharide[J]. Plant Cell Reports, 2011, 30(6): 1153-1162. DOI:10.1007/s00299-011-1024-z |
| [24] |
Taser B, Ozkan H, Adiguzel A, et al. Preparation of chitosan from waste shrimp shells fermented with Paenibacillus jamilae BAT1[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2021, 183: 1191-1199. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2021.05.062 |
| [25] |
Ding H P, Lv L, Wang Z J, et al. Study on the "glutamic acid-enzymolysis" process for extracting chitin from crab shell waste and its by-product recovery[J]. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2020, 190(3): 1074-1091. DOI:10.1007/s12010-019-03139-2 |
| [26] |
Mohan K, Ganesan A R, Muralisankar T, et al. Recent insights into the extraction, characterization, and bioactivities of chitin and chitosan from insects[J]. Trends in Food Science & Technology, 2020, 105: 17-42. |
| [27] |
Buanasari B, Sugiyo W, Fitriani N, et al. Potential of chitosan from local crab (Portunus Pelagicus) to enhance storability of Musa Paradisiaca L[J]. Jurnal Bahan Alam Terbarukan, 2019, 8(1): 41-46. DOI:10.15294/jbat.v8i1.16423 |
| [28] |
张乐宏, 盖永强, 王鹏, 等. 小龙虾下脚料中虾青素和甲壳素提取工艺研究[J]. 食品研究与开发, 2022, 43(14): 141-151. Zhang Lehong, Gai Yongqiang, Wang Peng, et al. Study on extraction technology of astaxanthin and chitin from crayfish processing by-products[J]. Food Research and Development, 2022, 43(14): 141-151. |
| [29] |
梁玉佳. 南极磷虾虾壳中甲壳素的制取与应用[D]. 大连: 大连工业大学, 2013. Liang Yujia. Preparation and application of chitin from Antarctic krill shells[D]. Dalian: Dalian Polytechnic University, 2013. |
| [30] |
Rahayu A P, Islami A F, Saputra E, et al. The impact of the different types of acid solution on the extraction and adsorption performance of chitin from shrimp shell waste[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2022, 194: 843-850. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2021.11.137 |
| [31] |
Rasweefali M K, Nayana A, Rahman M K R, et al. Influence of chemical concentrations on the physicochemical, structural, functional and color characteristics of chitin isolated from Arabian red shrimp (Aristeus alcocki)[J]. Sustainable Chemistry for the Environment, 2025, 10: 100233. DOI:10.1016/j.scenv.2025.100233 |
| [32] |
Rasweefali M K, Sabu S, Azad K S M, et al. Influence of deproteinization and demineralization process sequences on the physicochemical and structural characteristics of chitin isolated from deep-sea mud shrimp (Solenocera hextii)[J]. Advances in Biomarker Sciences and Technology, 2022, 4: 12-27. DOI:10.1016/j.abst.2022.03.001 |
| [33] |
Manni L, Ghorbel-bellaaj O, Jellouli k, et al. Extraction and characterization of chitin, chitosan, and protein hydrolysates prepared from shrimp waste by treatment with crude protease from Bacillus cereus SV1[J]. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2010, 162(2): 345-357. DOI:10.1007/s12010-009-8846-y |
| [34] |
孟凡欣, 吴丽艳, 徐盼菊, 等. 虾壳甲壳素提取工艺优化及其辅助降血糖活性研究[J]. 食品研究与开发, 2016, 37(5): 95-100. Meng Fanxin, Wu Liyan, Xu Panju, et al. Optimization of extraction process of chitin from shrimp shells and study on its auxiliary hypoglycemic activity[J]. Food Research and Development, 2016, 37(5): 95-100. |
| [35] |
窦勇, 胡佩红, 顾鹏程. 超声波辅助EDTA法提取淡水小龙虾壳中甲壳素的工艺研究[J]. 广东农业科学, 2014, 41(22): 87-91. Dou Yong, Hu Peihong, Gu Pengcheng. Ultrasonic-assisted EDTA method for extraction of chitin from freshwater crayfish shells[J]. Guangdong Agricultural Sciences, 2014, 41(22): 87-91. |
| [36] |
黄俊娴, 杨建男. EDTA处理虾壳的综合利用研究[J]. 食品科技, 2009, 34(7): 67-69. Huang Junxian, Yang Jiannan. Comprehensive utilization of shrimp shells treated with EDTA[J]. Food Science and Technology, 2009, 34(7): 67-69. |
| [37] |
Shamshina J L, Berton P. Use of ionic liquids in chitin biorefinery: a systematic review[J]. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 2020, 8: 11. DOI:10.3389/fbioe.2020.00011 |
| [38] |
Tang B K, Bi W T, Tian M L, et al. Application of ionic liquid for extraction and separation of bioactive compounds from plants[J]. Journal of Chromatography B, 2012, 904: 1-21. |
| [39] |
Dong Q Q, Qiu W Q, Li L, et al. Extraction of chitin from white shrimp (Penaeus vannamei) shells using binary ionic liquid mixtures[J]. Journal of Industrial and Engineering Chemistry, 2023, 120: 529-541. DOI:10.1016/j.jiec.2023.01.004 |
| [40] |
冯咪, 张杰, 吕兴梅. 基于胆碱类离子液体的高纯甲壳素一步提取分离[J]. 化工学报, 2024, 75(11): 4286-4297. Feng Mi, Zhang Jie, Lü Xingmei. One-step extraction and separation of high-purity chitin based on choline-type ionic liquids[J]. CIESC Journal, 2024, 75(11): 4286-4297. |
| [41] |
Tolesa L D, Gupta B S, Lee M J. Chitin and chitosan production from shrimp shells using ammonium-based ionic liquids[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2019, 130: 818-826. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2019.03.018 |
| [42] |
Tao Q Q, Henriquez F N, Ding K, et al. One-pot chitin pulping using recyclable superbase-based protic ionic liquid[J]. Carbohydrate Polymers, 2024, 327: 121680. DOI:10.1016/j.carbpol.2023.121680 |
| [43] |
Li Z Y, Liu C Z, Hong S, et al. Recent advances in extraction and processing of chitin using deep eutectic solvents[J]. Chemical Engineering Journal, 2022, 446: 136953. DOI:10.1016/j.cej.2022.136953 |
| [44] |
Tomé L I N, Baião V, Da Silva W, et al. Deep eutectic solvents for the production and application of new materials[J]. Applied Materials Today, 2018, 10: 30-50. DOI:10.1016/j.apmt.2017.11.005 |
| [45] |
Feng M, Yan J P, He B, et al. Controllable conversion of shrimp shells into chitin or derived carbon material using acidic deep eutectic solvent[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2021, 193: 347-357. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2021.10.122 |
| [46] |
Zhang J, Xu W R, Zhang Y C. Facile production of chitin from shrimp shells using a deep eutectic solvent and acetic acid[J]. RSC Rdvances, 2022, 12(35): 22631-22638. |
| [47] |
He Y L, Liu Y, Luo J, et al. Efficient room-temperature chitin extraction using a novel ternary deep eutectic solvent with improved molecular mobility and enhanced recyclability[J]. ACS Sustainable Chemistry & Engineering, 2024, 12(2): 751-759. |
| [48] |
Abbott A P, Capper G, Davies D L, et al. Novel solvent properties of choline chloride/urea mixtures[J]. Chemical Communications, 2003(1): 70-71. DOI:10.1039/b210714g |
| [49] |
Xin R P, Qi S J, Zeng C X, et al. A functional natural deep eutectic solvent based on trehalose: Structural and physicochemical properties[J]. Food Chemistry, 2017, 217: 560-567. DOI:10.1016/j.foodchem.2016.09.012 |
| [50] |
Lei J C, Zhang J, Li K T, et al. Pretreatment of shrimp shells with an acidic deep eutectic solvent system for chitin extraction and its enhanced performance as a carrier for immobilized lipase[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2024, 264: 130774. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2024.130774 |
| [51] |
Bragagnolo F S, Strieder M M, Pizani R S, et al. Revisiting natural deep eutectic solvents (NADES) as extraction media and ready-to-use purposes[J]. TrAC Trends in Analytical Chemistry, 2024, 175: 117726. DOI:10.1016/j.trac.2024.117726 |
| [52] |
Gamal R F, El-Tayeb T S, Raffat E I, et al. Optimization of chitin yield from shrimp shell waste by Bacillus subtilis and impact of gamma irradiation on production of low molecular weight chitosan[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 91: 598-608. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2016.06.008 |
| [53] |
Yen Y H, Li P L, Wang C L, et al. An antifungal protease produced by Pseudomonas aeruginosa M-1001 with shrimp and crab shell powder as a carbon source[J]. Enzyme and Microbial Technology, 2006, 39(2): 311-317. DOI:10.1016/j.enzmictec.2005.11.050 |
| [54] |
Jo G H, Jung W J, Kuk J H, et al. Screening of protease-producing Serratia marcescens FS-3 and its application to deproteinization of crab shell waste for chitin extraction[J]. Carbohydrate Polymers, 2008, 74(3): 504-508. DOI:10.1016/j.carbpol.2008.04.019 |
| [55] |
Duan S, Li L, Zhuang Z J, et al. Improved production of chitin from shrimp waste by fermentation with epiphytic lactic acid bacteria[J]. Carbohydrate Polymers, 2012, 89(4): 1283-1288. DOI:10.1016/j.carbpol.2012.04.051 |
| [56] |
Sedaghat F, Yousefzadi M, Toiserkani H, et al. Bioconversion of shrimp waste Penaeus merguiensis using lactic acid fermentation: An alternative procedure for chemical extraction of chitin and chitosan[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2017, 104: 883-888. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2017.06.099 |
| [57] |
Arbia W, Arbia L, Adour L, et al. Chitin extraction from crustacean shells using biological methods: a review[J]. Food Technology and Biotechnology, 2013, 51(1): 12-25. |
| [58] |
Sun J N, Mao X Z. An environmental friendly process for Antarctic krill (Euphausia superba) utilization using fermentation technology[J]. Journal of Cleaner Production, 2016, 127: 618-623. DOI:10.1016/j.jclepro.2016.04.020 |
| [59] |
Zhang Q, Wang L Y, Liu S G, et al. Establishment of successive co-fermentation by Bacillus subtilis and Acetobacter pasteurianus for extracting chitin from shrimp shells[J]. Carbohydrate Polymers, 2021, 258: 117720. DOI:10.1016/j.carbpol.2021.117720 |
| [60] |
Ruangwicha J, Cheirsilp B, Suyotha W. Green biorefinery of shrimp shell waste for α-chitin and high-value co-products through successive fermentation by co-lactic acid bacteria and proteolytic fungus[J]. Bioresource Technology, 2024, 393: 130106. DOI:10.1016/j.biortech.2023.130106 |
| [61] |
Wang Q X, Su Z L, Huang K M, et al. Recovery of chitin from shrimp waste by co-fermentation[C]// Proceedings of the 4th International Conference on Biomedical Engineering and Bioinformatics(ICBEB 2022). Qingdao: SCITEPRESS – Science and Technology Publications, Lda, 2022: 1284-1295.
|
| [62] |
Younes I, Hajji S, Rinaudo M, et al. Optimization of proteins and minerals removal from shrimp shells to produce highly acetylated chitin[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 84: 246-253. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2015.08.034 |
| [63] |
Liu Y L, Xing R G, Yang H Y, et al. Chitin extraction from shrimp (Litopenaeus vannamei) shells by successive two-step fermentation with Lactobacillus rhamnoides and Bacillus amyloliquefaciens[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020, 148: 424-433. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2020.01.124 |
| [64] |
Mathew G M, Huang C C, Sindhu R, et al. Enzymatic approaches in the bioprocessing of shellfish wastes[J]. 3 Biotech, 2021, 11(8): 367. DOI:10.1007/s13205-021-02912-7 |
| [65] |
Barzkar N. Marine microbial alkaline protease: an efficient and essential tool for various industrial applications[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020, 161: 1216-1229. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2020.06.072 |
| [66] |
Fernandes P. Enzymes in fish and seafood processing[J]. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 2016, 4: 59. |
| [67] |
Rohyami Y, Istiningrum R B, Puspasari I. The influence of papain concentration on deacetyllation degree of chitin[C]// AIP Conference Proceedings. AIP Publishing LLC, 2018, 2026(1): 020070.
|
| [68] |
Hamdi M, Hammami A, Hajji S, et al. Chitin extraction from blue crab (Portunus segnis) and shrimp (Penaeus kerathurus) shells using digestive alkaline proteases from P. segnis viscera[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2017, 101: 455-463. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2017.02.103 |
| [69] |
Maraksa K, Suyotha W, Cheirsilp B. Production of alpha-and beta-chitin, chitosan and protein hydrolysate from seafood processing wastes using an integration of lactic acid and digestive protease from fish viscera as alternative green extraction[J]. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 2025, 64: 103496. DOI:10.1016/j.bcab.2025.103496 |
| [70] |
Melikoglu M. Microwave-assisted extraction: Recent advances in optimization, synergistic approaches, and applications for green chemistry[J]. Sustainable Chemistry for Climate Action, 2025, 7: 100122. DOI:10.1016/j.scca.2025.100122 |
| [71] |
Nguyen T T, Barber A R, Smith P, et al. Application and optimization of the highly efficient and environmentally-friendly microwave-intensified lactic acid demineralization of deproteinized Rock lobster shells (Jasus edwardsii) for chitin production[J]. Food and Bioproducts Processing, 2017, 102: 367-374. DOI:10.1016/j.fbp.2017.02.005 |
| [72] |
Li Z Y, Li M C, Liu C H, et al. Microwave-assisted deep eutectic solvent extraction of chitin from crayfish shell wastes for 3D printable inks[J]. Industrial Crops and Products, 2023, 194: 116325. DOI:10.1016/j.indcrop.2023.116325 |
| [73] |
Rejasse B, Lamare S, Legoy M D, et al. Influence of microwave irradiation on enzymatic properties: applications in enzyme chemistry[J]. Journal of Enzyme Inhibition and Medicinal Chemistry, 2007, 22(5): 519-527. DOI:10.1080/14756360701424959 |
| [74] |
Ewais A, Saber R A, Abdel Ghany A, et al. High quality, low molecular weight shrimp and crab chitosans obtained by short-time holistic high-power microwave technology[J]. SN Applied Sciences, 2023, 5(12): 365. DOI:10.1007/s42452-023-05602-6 |
| [75] |
Knidri H E L, Dahmani J, Addaou A, et al. Rapid and efficient extraction of chitin and chitosan for scale-up production: Effect of process parameters on deacetylation degree and molecular weight[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2019, 139: 1092-1102. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2019.08.079 |
| [76] |
Zhang H, Tang B K, Row K H. A green deep eutectic solvent-based ultrasound-assisted method to extract astaxanthin from shrimp byproducts[J]. Analytical Letters, 2014, 47(5): 742-749. DOI:10.1080/00032719.2013.855783 |
| [77] |
Dang T T, Gringer N, Jessen F, et al. Facilitating shrimp (Pandalus borealis) peeling by power ultrasound and proteolytic enzyme[J]. Innovative Food Science & Emerging Technologies, 2018, 47: 525-534. |
| [78] |
Wang Q, Yan X X, Chang Y J, et al. Fabrication and characterization of chitin nanofibers through esterification and ultrasound treatment[J]. Carbohydrate Polymers, 2018, 180: 81-87. DOI:10.1016/j.carbpol.2017.09.010 |
| [79] |
Fiamingo A, De Moura Delezuk J A, Trombotto S, et al. Extensively deacetylated high molecular weight chitosan from the multistep ultrasound-assisted deacetylation of beta-chitin[J]. Ultrasonics Sonochemistry, 2016, 32: 79-85. DOI:10.1016/j.ultsonch.2016.02.021 |
| [80] |
Zhang Q, Duan L R, Li Y C. Positive effects and mechanism of ultrasound on chitin preparation from shrimp shells by co-fermentation[J]. Ultrasonics Sonochemistry, 2022, 88: 106066. DOI:10.1016/j.ultsonch.2022.106066 |
| [81] |
Kanani N, Kurniawan T, Kosimaningrum W, et al. Ultrasonic irradiation as a mild and efficient protocol for the demineralization of chitin from shrimp shell wastes[J]. South African Journal of Chemical Engineering, 2023, 43: 359-368. DOI:10.1016/j.sajce.2022.12.004 |
| [82] |
Weihe T, Yao Y J, Stachowiak J, et al. Microwave plasmas in food safety. A review[J]. Innovative Food Science & Emerging Technologies, 2024, 96: 103774. |
| [83] |
Mostafa K. Rendering viscose fabric dye-able with anionic dyes using plasma treatment technique and chitosan nanoparticles as an eco-friendly approach[J]. Pigment & Resin Technology, 2023, 52(1): 134-141. |
| [84] |
Borić M, Puliyalil H, Novak U, et al. An intensified atmospheric plasma-based process for the isolation of the chitin biopolymer from waste crustacean biomass[J]. Green Chemistry, 2018, 20(6): 1199-1204. DOI:10.1039/C7GC03735J |
| [85] |
Borić M, Vicente F A, Jurković D L, et al. Chitin isolation from crustacean waste using a hybrid demineralization/DBD plasma process[J]. Carbohydrate Polymers, 2020, 246: 116648. DOI:10.1016/j.carbpol.2020.116648 |
| [86] |
Cao S, Zhou X, Jin W B, et al. Improving of lipid productivity of the oleaginous microalgae Chlorella pyrenoidosa via atmospheric and room temperature plasma (ARTP)[J]. Bioresource Technology, 2017, 244: 1400-1406. DOI:10.1016/j.biortech.2017.05.039 |
| [87] |
丁子骏, 李金林, 符颖菲, 等. 等离子体协同超声波辅助弱酸弱碱法提取小龙虾虾壳中甲壳素[J]. 食品与机械, 2023, 39(8): 18-24. Ding Zijun, Li Jinlin, Fu Yingfei, et al. Extraction of chitin from crayfish shells by plasma combined with ultrasonic-assisted weak acid-base method[J]. Food & Machinery, 2023, 39(8): 18-24. |
| [88] |
Park J S, Roy V C, Kim S Y, et al. Extraction of edible oils and amino acids from eel by-products using clean compressed solvents: An approach of complete valorization[J]. Food Chemistry, 2022, 388: 132949. DOI:10.1016/j.foodchem.2022.132949 |
| [89] |
Daimon H, Kang K, Sato N, et al. Development of marine waste recycling technologies using sub-and supercritical water[J]. Journal of Chemical Engineering of Japan, 2001, 34(9): 1091-1096. DOI:10.1252/jcej.34.1091 |
| [90] |
Marcet I, Álvarez C, Paredes B, et al. The use of sub-critical water hydrolysis for the recovery of peptides and free amino acids from food processing wastes. Review of sources and main parameters[J]. Waste Management, 2016, 49: 364-371. DOI:10.1016/j.wasman.2016.01.009 |
| [91] |
Rivas-Vela C I, Amaya-Llano S L, Castaño-Tostado E, et al. Protein hydrolysis by subcritical water: A new perspective on obtaining bioactive peptides[J]. Molecules, 2021, 26(21): 6655. DOI:10.3390/molecules26216655 |
| [92] |
Zhu X, Zhu C, Zhao L. Amino acids production from fish proteins hydrolysis in subcritical water[J]. Chinese Journal of Chemical Engineering, 2008, 16(3): 456-460. DOI:10.1016/S1004-9541(08)60105-6 |
| [93] |
Liu Z J, Matouri M, Zahid U, et al. Value-added compounds obtained from shrimp shells using subcritical water with carboxylic acids[J]. The Journal of Supercritical Fluids, 2023, 197: 105902. DOI:10.1016/j.supflu.2023.105902 |
| [94] |
Matouri M, Liu Z J, Saldaña M D A. Production of chitosan from shrimp shell using ultrasound followed by subcritical water hydrolysis[J]. Food Chemistry, 2024, 441: 138248. DOI:10.1016/j.foodchem.2023.138248 |
| [95] |
Hao G X, Hu Y Y, Shi L F, et al. Physicochemical characteristics of chitosan from swimming crab (Portunus trituberculatus) shells prepared by subcritical water pretreatment[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 1646. DOI:10.1038/s41598-021-81318-0 |
| [96] |
Ahmadkelayeh S, Cheema S K, Hawboldt K. Supercritical CO2 extraction of lipids and astaxanthin from Atlantic shrimp by-products with static co-solvents: Process optimization and mathematical modeling studies[J]. Journal of CO2 Utilization, 2022, 58: 101938. DOI:10.1016/j.jcou.2022.101938 |
| [97] |
Dotto G L, Cunha J M, Calgaro C O, et al. Surface modification of chitin using ultrasound-assisted and supercritical CO2 technologies for cobalt adsorption[J]. Journal of Hazardous Materials, 2015, 295: 29-36. DOI:10.1016/j.jhazmat.2015.04.009 |
| [98] |
Rinaudo M. Sources of chitin and chitosan and their isolation[M]. //Bastiaens L, Soetemans L, D'hondt E, et al. Chitin and Chitosan: Properties and Applications. New York: John Wiley & Sons Ltd., 2019: 1-34.
|
| [99] |
Yang H Y, Gözaydın G, Nasaruddin R R, et al. Toward the shell biorefinery: processing crustacean shell waste using hot water and carbonic acid[J]. ACS Sustainable Chemistry & Engineering, 2019, 7(5): 5532-5542. |
| [100] |
Yu Z D, Zhang B L, Yu F Q, et al. A real explosion: The requirement of steam explosion pretreatment[J]. Bioresource Technology, 2012, 121: 335-341. DOI:10.1016/j.biortech.2012.06.055 |
| [101] |
Lizasoain J, Trulea A, Gittinger J, et al. Corn stover for biogas production: Effect of steam explosion pretreatment on the gas yields and on the biodegradation kinetics of the primary structural compounds[J]. Bioresource Technology, 2017, 244: 949-956. DOI:10.1016/j.biortech.2017.08.042 |
| [102] |
Wang Y, Gong X W, Hu X N, et al. Lignin monomer in steam explosion assist chemical treated cotton stalk affects sugar release[J]. Bioresource Technology, 2019, 276: 343-348. DOI:10.1016/j.biortech.2019.01.008 |
| [103] |
Hu X F, Tian Z Q, Li X R, et al. Green, simple, and effective process for the comprehensive utilization of shrimp shell waste[J]. ACS Omega, 2020, 5(30): 19227-19235. DOI:10.1021/acsomega.0c02705 |
| [104] |
Atiroğlu V, Atiroğlu A, Atiroğlu A, et al. Green immobilization: Enhancing enzyme stability and reusability on eco-friendly support[J]. Food Chemistry, 2024, 448: 138978. DOI:10.1016/j.foodchem.2024.138978 |
| [105] |
Wang Z T, Cai Y J, Li M X, et al. Boosting one-step degradation of shrimp shell waste to produce chitin oligosaccharides at smart nanoscale enzyme reactor with liquid-solid system[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2024, 268: 131787. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2024.131787 |
| [106] |
Zhang H C, Fang J Y, Deng Y, et al. Optimized production of Serratia marcescens B742 mutants for preparing chitin from shrimp shells powders[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2014, 69: 319-328. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2014.05.058 |
| [107] |
Zhang Q, Li Y C, He Y C. Fusion of two chitinases from Vibrio harveyi to enhance enzyme stability and degradation efficiency on chitin and shrimp shell[J]. Food Bioscience, 2025, 63: 105651. DOI:10.1016/j.fbio.2024.105651 |